pdf35

Ribogospod. nauka Ukr., 2025; 3(73): 146-181
DOI: https://doi.org/10.61976/fsu2025.03.146
UDC 639.371.52:[639.3.032:597-115](4-015)

Історія селекційної роботи з коропом (Cyprinus carpio Linnaeus, 1758) в Україні і Східній Європі та сучасні генетичні оцінки популяцій (огляд)

Е. І. Дробот, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0009-0003-0161-9462, Національний університет біоресурсів і природокористування України, м. Київ
В. П. Марценюк, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0000-0002-5351-1977, Національний університет біоресурсів і природокористування України, м. Київ

Мета. Розглянути етапи становлення та сучасні підходи до селекційної роботи зі звичайним коропом (Cyprinus carpio L.) в Україні та країнах Східної Європи — Польщі, Чеській Республіці та Угорщині. Особливу увагу приділити оцінці генетичного різноманіття популяцій з використанням мікросателітних маркерів (SSR), які на сьогодні є провідним інструментом у дослідженнях внутрішньопородної та внутрішньопопуляційної структури в умовах інтенсивного рибництва. Загальною метою дослідження є обґрунтування необхідності збереження традиційних ліній та впровадження молекулярно-генетичних методів у програми селекції.

Результати. Проаналізовано результати досліджень генетичної структури фермерських популяцій коропа. Виявлено, що в багатьох випадках фіксується знижена гетерозиготність через обмежене використання плідників, ефект Валунда, відсутність ротації та селекцію проти гетерозигот. Водночас, окремі лінії зберігають генетичну стабільність і можуть слугувати цінним матеріалом для селекційних програм. У контексті України проаналізовано генетичну характеристику антонінсько-зозуленецького типу коропа, який демонструє високе алельне багатство, значну міжгрупову диференціацію та переважання гетерозигот, що свідчить про добрий селекційний потенціал. Польські дослідження вказують на генетичну ізоляцію ліній і ризики втрати різноманіття через занепад традиційного ставового рибництва. В Угорщині відзначено ефективність заходів зі збереження гетерогенності, а досвід Чехії підкреслює важливість маркування та регулярного оновлення маточного стада.

Практична значимість. Обґрунтовано доцільність інтеграції мікросателітного аналізу до національних програм збереження та поліпшення коропових популяцій. Такі підходи дають змогу підвищити ефективність селекційного процесу, зберегти локальні генотипи та забезпечити генетичну стійкість в умовах господарської інтенсифікації. Досвід країн Східної Європи підтверджує, що впровадження молекулярних методів у практику дозволяє знизити ризики генетичної деградації та забезпечити стабільність  генетичної структури.

Ключові слова: короп звичайний (Cyprinus carpio L.), аквакультура, селекція, породи, генетичне різноманіття, мікросателітні маркери, генофонд.

ЛІТЕРАТУРА

  1. Flajšhans M., Hulata G. Common Carp — Cyprinus carpio // Genimpact Final Scientific Report. 2006. P. 32—39.
  2. Teletchea F., Fontaine P. Levels of domestication in fish: implications for the sustainable future of aquaculture // Fish and Fisheries. 2014. Vol. 15(2). P. 181—195.
  3. Genetic variability and structure of common carp (Cyprinus carpio) populations throughout the distribution range inferred from allozyme, microsatellite and mitochondrial DNA markers / Kohlmann K. et al. // Aquatic Living Resources. 2003. Vol. 16(5). P. 421—431. https://doi.org/10.1016/S0990-7440(03)00082-2.
  4. Reed D. H., Frankham R. Correlation between fitness and genetic diversity // Conservation Biology. 2003. Vol. 17. P. 230—237.
  5. Frankham R., Ballou J. D., Briscoe D. A. Introduction to conservation genetics. Cambridge : Cambridge University Press, 2002. 617 p.
  6. Ryder O. A. Conservation action for gazelles: An urgent need // Trends in Ecology & Evolution. 1987. Vol. 2. P. 143—144.
  7. Comparison of common carp (Cyprinus carpio L.) fecundity in two provinces of the southern part of the Caspian Sea in relation to the genetic variations / Andarz B. et al. // Iranian Journal of Fisheries Sciences. 2022. Vol. 21(4). P. 902—914. https://doi.org/10.22092/ijfs.2022.127397.
  8. Population-genetics analysis of the brown trout broodstock in the “Panjica” hatchery (Serbia) and its conservation applications / Veličković T. et al. // Knowledge and Management of Aquatic Ecosystems. 2024. Vol. 425. 19. https://doi.org/10.1051/kmae/2024014.
  9. Genetic Diversity of the Common Black Carp Strain (Cyprinus carpio var. baisenensis) / Sumana S. L. et al. // Diversity. 2024. Vol. 16(7). 413. https://doi.org/10.3390/d16070413.
  10. Кузьома О. І. Виведення нової високопродуктивної породи коропа для рибгоспів західних областей УРСР // Підвищення продуктивності рибних ставків. Львів, 1962. С. 44—51.
  11. Аналіз генетичного різноманіття популяції галицького коропа господарства «Великий Любінь» за використання мікросателітних маркерів / Ярова І. С. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2017. № 3(41). С. 76—82. https://doi.org/10.15407/fsu2017.03.076.
  12. Грициняк І. І., Гурбик В. В. Історичні аспекти рибогосподарського використання галицького коропа (огляд) // Рибогосподарська наука України. 2016. № 3(37). С. 76—87. http://doi.org/10.15407/fsu2016.03.076.
  13. Характеристика показників продуктивності однорічок коропа несвицького зонального типу / Куріненко Г. А. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2023. № 2(64). С. 61—70. https://doi.org/10.15407/fsu2023.02.061.
  14. Грициняк І. І., Третяк О. М., Сироватка Н. Ю. Деякі результати наукової діяльності Інституту рибного господарства НААН за 2019–2023 рр. // Сучасні проблеми раціонального використання водних біоресурсів : VI Міжнар. наук.-практ. конф., м. Київ, 9–10 жовт. 2024 р. : збірник матеріалів. Київ : ПРО ФОРМАТ, 2024. С. 14—19. https://doi.org/10.61976/conf.IF-2024-6.
  15. Шерман І. М., Гринжевський М. В., Грициняк І. І. Розведення і селекція риб. Київ : БТМ, 1999. 238 с.
  16. Організація селекційно-племінної роботи в рибництві / Гринжевський М. В. та ін. Київ : Рибка моя, 2006. 352 с.
  17. Структуризація українських порід коропа / Томіленко В. Г. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2012. № 2(30). С. 83—89.
  18. Олексієнко О. О., Грициняк І. І. Селекційна робота з коропом: аналіз сучасного стану в Україні // Рибогосподарська наука України. 2007. № 1. С. 22—27.
  19. Роль антонінсько-зозуленецького коропа в селекційно-племінній справі України (огляд) / Оборський В. П. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2022. № 3(61). С. 31—52. https://doi.org/10.15407/fsu2022.03.031.
  20. Бех В. В. Оцінка плідників малолускатого коропа за комплексом репродуктивних показників // Вісник аграрної науки. 2001. № 9. С. 39—41.
  21. Бех В. В. Економічна ефективність вирощування малолускатого внутрішньопорідного типу української рамчастої породи коропа // Рибогосподарська наука України. 2009. № 2. С. 110—113.
  22. Бех В. В. Малолускатий короп нового типу // Тваринництво України. 2009. № 1. С. 7—10.
  23. Нагорнюк Т. А., Олексієнко О. О., Тарасюк С. І. Генетичні та екстер’єрні особливості українських лускатих і рамчастих коропів антонінсько-зозуленецького типу // Рибогосподарська наука України. 2011. № 4. С. 99—106.
  24. Нагорнюк Т. А., Залоїло О. В., Тарасюк С. І. Аналіз генетичної структури коропа антонінсько-зозуленецького типу // Вісник аграрної науки. 2013. № 9. С. 36—40.
  25. Тарасюк С. І., Маріуца А. Е., Нагорнюк Т. А. Динаміка генетичної структури лускатих і рамчастих коропів антонінсько-зозуленецького типу // Вісник аграрної науки. 2012. № 2. С. 41—46.
  26. Цитогенетичний профіль різновікових груп галицького коропа в умовах промислового вирощування у ставах Прикарпаття / Гурбик В. В. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2019. № 4(50). С. 87—94. https://doi.org/10.15407/fsu2019.04.087.
  27. Характеристика економічних показників вирощування коропо-сазанових гібридів різного генезису в умовах промислової гібридизації / Куць У. С. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2021. № 2(56). С. 82—92. https://doi.org/10.15407/fsu2021.02.082.
  28. Куріненко Г. А., Деренько А. В. Оцінка ефекту гетерозису за продуктивними показниками цьоголіток, отриманих від схрещування коропів української та польської селекції // Рибогосподарська наука України. 2024. № 4(70). С. 127—144. https://doi.org/10.61976/fsu2024.04.127.
  29. Генетична структура сазана амурського ТзОВ «Карпатський водограй» / Грициняк І. І. та ін. // Вісник аграрної науки. 2018. № 7(784). С. 37—45. https://doi.org/10.31073/agrovisnyk201807-06.
  30. Інформативність мікросателітних маркерів для аналізу генетичної структури популяцій білого (Hypophthalmichthysmolitrix) та строкатого (Aristichthys nobilis) товстолобиків / Грициняк І. І. та ін. // Розведення і генетика тварин. 2015. Вип. 50. С. 118—124.
  31. Comparative analysis of Amur carp (Cyprinus rubrofuscus) produced from native and cryopreserved sperm using microsatellite loci / Kuts U. S. et al. // AACL Bioflux. 2021. Vol. 14(3). P. 1396—1405. URL : http://www.bioflux.com.ro/docs/2021.1396-1405.pdf (accessed : 26.07.2025).
  32. Аналіз генетичного різноманіття популяції галицького коропа господарства «Великий Любінь» за використання мікросателітних маркерів / Ярова І. С. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2017. № 3(41). С. 76—82. https://doi.org/10.15407/fsu2017.03.076.
  33. Genetic Structure of the Antoniny-Zozulenets Intrabreed Type of Ukrainian Leather and Scaly Carps Using Microsatellite Markers / Mariutsa A. et al. // Genetics of Aquatic Organisms. 2024. Vol. 8(1). GA763. https://doi.org/10.4194/GA763.
  34. Jewel M., Rahman M., Islam M. Study of genetic variation in different hatchery populations of common carp (Cyprinus carpio) of Mymensingh District in Bangladesh using microsatellite DNA markers // Journal of Bio-Science. 2006. Vol. 14. P. 113—120. https://doi.org/10.3329/jbs.v14i0.454.
  35. Guziur J., Białowąs H., Milczarzewicz W. Rybactwo Stawowe. Warszawa : Hoża, 2003. S. 139—164.
  36. Pilarczyk A. Wpływ czynników genetycznych i pokarmowych na odpowiedź immunologiczną karpi (Genetic and Feeding Factors and Immune Response of Common Carp). Szczecin : Wydawnictwo Akademii Rolniczej, 1998. 138 s.
  37. Polymorphism of MHC class II B genes in different lines of the common carp (Cyprinus carpio L.) / Rakus K. Ł. et al. // Aquatic Living Resources. 2003. Vol. 16. P. 432—437.
  38. Białowąs H. Possibilities of application of the heterosis effect in the commercial production of common carp (Cyprinus carpio L.). 1. Production of fingerlings // Acta Hydrobiologica. 1991. Vol. 33. P. 319—334.
  39. The effect of heterosis in inter-line crossing of common carp / Białowąs H. et al. // Archives of Polish Fisheries. 1997. Vol. 5. P. 13—20.
  40. Brzuska E., Białowąs H. Artificial spawning of carp, Cyprinus carpio (L.) // Aquaculture Research. 2002. Vol. 33. P. 753—765.
  41. Brzuska E. Artificial spawning of carp (Cyprinus carpio L.): differences between females of Polish strain 6 and Hungarian strain W treated with carp pituitary homogenate, Ovopel or Dagin // Aquaculture Research. 2005. Vol. 36. P. 1015—1025.
  42. Interaction between type I interferon and cyprinid herpesvirus 3 in two genetic lines of common carp Cyprinus carpio / Adamek M. et al. // Diseases of Aquatic Organisms. 2014. Vol. 111. P. 107—118.
  43. Genetic resistance of carp (Cyprinus carpio L.) to Trypanoplasma borreli: influence of transferrin polymorphism / Jurecka P. et al. // Veterinary Immunology and Immunopathology. 2009. Vol. 127. P. 19—25.
  44. Gene expression analysis of common carp (Cyprinus carpio L.) lines during Cyprinid herpesvirus 3 infection yields insights into differential immune responses / Rakus K. Ł. et al. // Developmental and Comparative Immunology. 2012. Vol. 37. P. 65—76.
  45. Charakterystyka zasobów genetycznych karpia. Linie hodowlane w Gołyszu / Pilarczyk A. et al. // Polska Akademia Nauk. 2017. С. 15—33.
  46. Genetic diversity of common carp (Cyprinus carpio L.) strains bred in Poland based on microsatellite, AFLP, and mtDNA genotype data / Napora-Rutkowski Ł. et al. // Aquaculture. 2017. Vol. 473. P. 433—442.
  47. Microsatellite-based genetic diversity and differentiation of foreign common carp (Cyprinus carpio) strains farmed in the Czech Republic / Hulak M. et al. // Aquaculture. 2010. Vol. 298(3–4). P. 194—201.
  48. Genetic variability in reared stocks of common carp (Cyprinus carpio L.) based on allozymes and microsatellites / Desvignes J. F. et al. // Aquaculture. 2001. Vol. 194. P. 291—301.
  49. Preliminary studies on the genetic variability of six Hungarian common carp strains using microsatellite DNA markers / Lehoczky I. et al. // Hydrobiologia. 2005. Vol. 533. P. 223—228.
  50. Contrasting patterns of genetic diversity at three different genetic markers in a marine mammal metapopulation / Hoffman J. I. et al. // Molecular Ecology. 2009. Vol. 18. P. 2961—2978.
  51. Balon E. K. Origin and domestication of the wild carp, Cyprinus carpio — from Roman gourmets to the swimming flowers // Aquaculture. 1995. Vol. 129.  P. 3—48.
  52. Genetic resources of commercially important fish species in the Czech Republic: present state and future strategy / Flajšhans M. et al. // Aquaculture. 1999. Vol. 173. P. 471—483.
  53. Bakos J., Gorda S. Genetic resources of common carp at the Fish Culture Research Institute : FAO Fisheries Technical Paper. No. 417. Rome : FAO, 2001. 10 p.
  54. The story of “Dor-70”, a selected strain of the Israeli common carp / Wohlfarth G. et al. // Israeli Journal of Aquaculture. Bamidgeh. 1980. Vol. 32. P. 3—5.
  55. Selection of Krasnodar common carp (Cyprinus carpio L.) for resistance to dropsy: principal results and prospects / Kirpichnikov V. S. et al. // Aquaculture. 1993. Vol. 111. P. 7—20.
  56. Kohlmann K., Kersten P., Flajšhans M. Microsatellite-based genetic variability and differentiation of domesticated, wild and feral common carp (Cyprinus carpio L.) populations // Aquaculture. 2005. Vol. 247. P. 253—266.
  57. FAO. The state of world fisheries and aquaculture // International Journal of Fisheries and Aquaculture. 2018. Vol. 10. P. 1—7.
  58. Pintér K. A magyar halászat helye az Európai Unióban // Halászat. 2003. Vol. 96. P. 47—50.
  59. A ponty genetikája és erőforrásai / Lehoczky I. et al. // Csorbai B., Urbányi B. (eds.). A ponty (Cyprinus carpio L.) biológiája és tenyésztése. Gödöllő : Vármédia-Print Kft., 2018. P. 9—34.
  60. Tenyésztő szervezetek szerepe a magyar pontyfajták fenntartásában és nemesítésében / Bakos J. et al. // XXI Halászati Tudományos Tanácskozás Szarvas. 1997. Vol. 32. P. 25—26.
  61. Lengyel P., Udvari Z. A haltenyésztés hatósági feladatainak átszervezése // Halászat. 2017. Vol. 110. P. 12—16.
  62. Gorda S., Borbély A. Ponty Teljesítményvizsgálat Eredménye : PhD Thesis. Paris : École Polytechnique, 2014. 27 p.
  63. Genetic diversity of wild and farmed populations of common carp (Cyprinus carpio) in Iran using microsatellite markers / Tóth B. et al. // Genes (Basel). 2020. Vol. 11(11). 1268. https://doi.org/10.3390/genes11111268.
  64. Morphological variation among four strains of common carp Cyprinus carpio in Croatia / Treer T. et al. // Folia Zoologica. 2000. Vol. 49. P. 69—74.
  65. Development and characterization of 49 novel microsatellite markers in the African catfish, Clarias gariepinus (Burchell, 1822) / Kánainé Sipos D. et al. // Molecular Biology Reports. 2019. Vol. 46. P. 6599—6608.
  66. Genetic Diversity Among Wild and Cultured Bighead Carp (Hypophthalmichthys nobilis) in the Middle Yangtze River by Microsatellite Markers / Wang J. et al. // Genes. 2025. Vol. 16(5). 586. https://doi.org/10.3390/genes16050586.
  67. Fraser D. J. How well can captive breeding programs conserve biodiversity? A review of salmonids // Evolutionary Applications. 2008. Vol. 1. P. 535—586.
  68. Thrupp L.A. Linking agricultural biodiversity and food security: The valuable role of agrobiodiversity for sustainable agriculture // International Affairs. 2000. Vol. 76. P. 265—281.
  69. Houston R. D., Kriaridou C., Robledo D. Animal board invited review: Widespread adoption of genetic technologies is key to sustainable expansion of global aquaculture // Animal. 2022. Vol. 16(10). 100642. https://doi.org/10.1016/j.animal.2022.100642.
  70. Genetic monitoring suggests ongoing genetic change in wild salmon populations due to hybridization with aquaculture escapees / San Román I. C. et al. // Conservation Genetics. 2025. Vol. 26. P. 347—360. https://doi.org/10.1007/s10592-025-01672-8.
  71. The Research Advances in Distant Hybridization and Gynogenesis in Fish / Liu Q. et al. // Reviews in Aquaculture. 2025. Vol. 17. e12972. https://doi.org/10.1111/raq.12972.
  72. Natural hybridization reduces vulnerability to climate change / Brauer C. et al. // Nature Climate Change. 2023. Vol. 13. P. 282—289. https://doi.org/10.1038/s41558-022-01585-1.
  73. Lynch M. The genetic interpretation of inbreeding depression and outbreeding depression // Evolution. 1991. Vol. 45. P. 622—629.
  74. Wohlfarth G. W. Heterosis for growth rate in common carp // Aquaculture. 1993. Vol. 113. P. 31—46.
  75. Hulata G. A review of genetic improvement of common carp (Cyprinus carpio L.) and other cyprinids by crossbreeding, hybridization and selection. In: Billard R., Gall G.A.E. (Eds.). The Carp Symposium, Budapest, Hungary, September 6–8, 1993 // Aquaculture. 1995. Vol. 129. P. 143—155.
  76. Gjedrem T. Improvement of productivity through breeding schemes // GeoJournal. 1985. Vol. 10(3). P. 233—241.
  77. Argue B. J., Liu Z., Dunham R. A. Dress-out and fillet yields of channel catfish, Ictalurus punctatus, blue catfish, Ictalurus furcatus, and their F1, F2 and backcross hybrids // Aquaculture. 2003. Vol. 228. P. 81—90.
  78. Specific anti-SVCV antibodies in hybrids of common carp (Cyprinus carpio) and gibel carp (Carassius gibelio) reflect heterosis advantage and genetic breakdown / Vetešník L. et al. // Aquaculture. 2024. Vol. 593. 741320. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2024.741320.
  79. Edmands S. Heterosis and outbreeding depression in interpopulation crosses spanning a wide range of divergence // Evolution. 1999. Vol. 53. P. 1757—1768.
  80. Hatchability and growth performance of F1, F2, and backcross progenies of Epinephelus bruneus and Epinephelus lanceolatus / Aoki R. et al. // Aquaculture International. 2025. Vol. 33. 291. https://doi.org/10.1007/s10499-025-01968-z.
  81. Asymmetric and parallel subgenome selection co-shape common carp domestication / Wang M. et al. // BMC Biology. 2024. Vol. 22. 4. https://doi.org/10.1186/s12915-023-01806-9.
  82. Genetic diversity and population structure inferred from the partially duplicated genome of domesticated carp, Cyprinus carpio L. / David L. et al. // Genetics Selection Evolution. 2007. Vol. 39. P. 319.
  83. Genetic analysis of common carp (Cyprinus carpio) strains: I: Genetic parameters and heterosis for growth traits and survival / Nielsen H. M. et al. // Aquaculture. 2010. Vol. 304. P. 14—21.
  84. Genome sequence and genetic diversity of the common carp, Cyprinus carpio / Xu P. et al. // Nature Genetics. 2014. Vol. 46. P. 1212—1219.
  85. Šimková A., Civáňová K., Vetešník L. Heterosis versus breakdown in fish hybrids revealed by one-parental species-associated viral infection // Aquaculture. 2022. Vol. 546. 737406. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2021.737406.
  86. Shu L., Ludwig A., Peng Z. Standards for Methods Utilizing Environmental DNA for Detection of Fish Species // Genes. 2020. Vol. 11. 296. https://doi.org/10.3390/genes11030296.
Головна2025№ 3/2025 (73)2025_03-146_181-Drobot