pdf35

Ribogospod. nauka Ukr., 2020; 1(51): 79-94 
DOI: https://doi.org/10.15407/fsu2020.01.079
УДК 597-11:574.24:597.551.2

Вплив хлориду амонію та монофосфату калію на біохімічні показники молоді краснопірки звичайної (Scardinius erythrophthalmus Linnaeus, 1758)

К. Кофонов, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , Інститут гідробіології НАН України, м.Київ
О. С. Потрохов, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , Інститут гідробіології НАН України, м. Київ
О. Г. Зіньковський, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , Інститут гідробіології НАН України, м. Київ

Мета. Дослідити особливості фізіолого-біохімічного стану молоді краснопірки звичайної (Scardinius erythrophthalmus L.) за хронічної дії підвищених концентрацій хлориду амонію та монофосфату калію.

Методика. Дослідження проводили на Білоцерківській експериментальній гідробіологічній станції Інституту гідробіології НАН України. В 14-ти добових дослідах використовували хлорид амонію та монофосфат калію. Проведення експериментів відповідало принципами біоетики.

Активність лактатдегідрогенази  та лужної фосфатази встановлено за допомогою відповідних тест-наборів. Активність сукцинатдегідрогенази визначали спектрофотометричним методом. Активність глутаматдегідрогенази встановлювали згідно з методом Хохлова. Вміст загального білка у м’язах та зябрах визначали за методом Лоурі, вміст загальних ліпідів — з використанням тест-набору «Загальні ліпіди», вміст глікогену — антроновим методом.

Результати. За впливу йонів амонію посилюється як аеробне, так і анаеробне дихання за показниками активності сукцинатдегідрогенази та лактатдегідрогенази. Напроти, за дії монофосфату калію активність цих ферментів знижується.

За активністю лужної фосфатази встановлено, що процеси дефосфорилювання за впливом досліджених сполук послаблюються. За концентрації йонів амонію вище ніж 5,0 мг N/дм3 вони значно зростають. Хлорид амонію змінює активність глутаматдегідрогенази, яка активно задіяна у азотному обміні; ортофосфат-йон в цих процесах не задіяний.

Вміст глікогену за дії хлориду амонію показував тенденції до накопичення за невисоких концентрацій, що, очевидно, пов’язано з активацією процесів глюконеогенезу для забезпечення гомеостазу організму за таких умов. За дії монофосфату калію спостерігалося використання  глікогену на забезпечення енергетичних потреб організму. За вищих концентрацій спостерігалося зниження процесів його накопичення, вірогідно, у зв’язку з його використанням на процеси адаптації.

За рахунок ферментативного регулювання обмінних процесів суттєво змінюються величини вмісту ліпідів та білка в тканинах молоді краснопірки за дії досліджених сполук.

Наукова новизна. Отримані дані доповнюють і розширюють наявні наукові знання щодо закономірностей зміни активності ферментів енергетичного, білкового та ензимів процесів дефосфорилювання у тканинах молоді коропових видів риб за дії високих концентрацій біогенних елементів, зокрема хлориду амонію та монофосфату калію.

Практична значимість. Подібні зміни активності ферментів, вмісту енергоємних речовин (білків, ліпідів, глікогену) потенційно можуть бути використані як біохімічні маркери-індикатори, що вказують на наявність токсичного навантаження у водоймі. До такого навантаження можна віднести підвищені рівні хлориду амонію та монофосфату калію, що може виникати в результаті нераціонального використання амонійних та фосфорних добрив на аграрних площах та змиву з них, стоків з тваринницьких комплексів та скидів з підприємств.

Ключові слова: молодь краснопірки звичайної, активність ферментів, енергоємні сполуки, хлорид амонію, монофосфат калію, токсичний вплив.

ЛІТЕРАТУРА

  1. Гідроекологічний стан басейну річки Рось / Хільчевський В. К. та ін. Київ : Ніка-Центр, 2009. 115 с.
  2. Булатова А. А., Антропова Н. К. Антропогенное воздействие на окружающую среду и здоровье человека // Новое слово в науке: перспективы развития : VI Междунар. науч.-практ. конф., Чебоксары, 20 нояб. 2015 г. : матер. Чебоксары : ЦНС «Интерактив плюс», 2015. С. 236—237.
  3. Randall D. J., Tsui T. K. N. Ammonia toxicity in fish // Marine pollution bulletin. 2002. Vol. 45 (1–12). P. 17—23. https://doi.org/10.1016/S0025-326X(02)00227-8
  4. Lotter A. F., Anderson N. J. Limnological responses to environmental changes at inter-annual to decadal time-scales // Tracking environmental change using lake sediments. Dordrecht : Springer, 2012. P. 557—578. https://doi.org/10.1007/978-94-007-2745-8_18
  5. Camargo J. A., Alonso A. Ecological and toxicological effects of inorganic nitrogen pollution in aquatic ecosystems: A global assessment // Environ. Int. 2006. Vol. 32 (6). Р. 831—849. https://doi.org/10.1016/j.envint.2006.05.002
  6. Ammonia in aquatic systems / Francis-Floyd R. et al. // University of Florida IFAS Extension Publication., 2009. URL: www.researchgate.net/profile/Denise_Petty/ publication/241040412_Ammonia_in_Aquatic_Systems1/links/00463536768b96d21b000000.pdf (accessed: 22.12.2019).
  7. Aquatic Life Ambient Water Quality Criteria For Ammonia — Freshwater. Washington, DC : U.S. Environmental Protection Agency Office of Water Office of Science and Technology, 2013. URL : https://www.epa.gov/sites/production/files/ 2015-08/documents/aquatic-life-ambient-water-quality-criteria-for-ammonia-freshwater-2013.pdf (accessed : 22.12.2019).
  8. Randall D. J., Wright P. A. Ammonia distribution and excretion in fish // Fish Physiology and Biochemistry. 1987. Vol. 3 (3). P. 107—120. https://doi.org/10.1007/BF02180412
  9. Smart G. The effect of ammonia exposure on gill structure of the rainbow trout (Salmo gairdneri) // Journal of Fish Biology. 1976. Vol. 8 (6). P. 471—475. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1976.tb03990.x
  10. Levit S. M. A literature review of effects of ammonia on fish // Center for Science in Public Participation Bozeman, Montana. — 2010. URL : https://www.conservationgateway.org/ConservationByGeography/NorthAmerica/UnitedStates/alaska/sw/cpa/Documents/L2010ALR122010.pdf. (accessed : 22.12.2019).
  11. Sub-lethal concentrations of ammonia impair performance of the teleost fast-start escape response / McKenzie D. J. et al. // Physiological and Biochemical Zoology. 2008. Vol. 82 (4). P. 353—362. https://doi.org/10.1086/590218
  12. Report on ammonia and inland fisheries. European Island Fisheries Advisory Commission. Working party on water quality criteria for European freshwater fish. Rome : FAO of the UN/EIFAC, 1970. 12 p.
  13. Abdalla A., El-Shebly H. A., Gad M. J. Effect of chronic ammonia exposure on growth performance, serum growth hormone (GH) levels and gill histology of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) // Microbiol. Biotech. Res. 2011. Vol. 1 (4). Р. 183—197.
  14. Boudreaux P. J., Ferrara A. M., Fontenot Q. C. Acute toxicity of ammonia to spotted gar, Lepisosteus oculatus, alligator gar, Atractosteus spatula, and paddlefish, Polyodon spathula // Journal of the World Aquaculture Society. 2007. Vol. 38 (2). P. 322—325. https://doi.org/10.1111/j.1749-7345.2007.00104.x 
  15. Tilak K. S., Lakshmi S. J., Susan T. A. The toxicity of ammonia, nitrite and nitrate to the fish, Catla catla (Hamilton) // Journal of environmental biology. 2002. Vol. 23 (2). P. 147—149.
  16. Naidu G. N., Kumar P. P. N. V., Shameem U. Acute and sub-acute toxic effect of ammonia on behavioral and haematological responses of Indian major carp Labeo rohita Ham., 1822 // International Journal of Fisheries and Aquatic Studies. 2017. Vol. 5 (2). P. 332—335.
  17. Colt J., Tchobanoglous G. Evaluation of the short-term toxicity of nitrogenous compounds to channel catfish, Ictalurus punctatus // Aquaculture. 1976. Vol. 8 (3). P. 209—224. https://doi.org/10.1016/0044-8486(76)90084-3
  18. Nutrients: Phosphorus, Nitrogen Sources, Impact on Water Quality — A General Overview. URL : https://www.pca.state.mn.us/sites/default/files/wq-iw3-22.pdf (accessed : 22.12.2019)
  19. Ecological response to hurricane events in the Pamlico Sound system, North Carolina, and implications for assessment and management in a regime of increased frequency / Paerl H. W. et al. // Estuaries and Coasts. 2006. Vol. 29 (6). P. 1033—1045. https://doi.org/10.1007/BF02798666
  20. Ulén B. M., Weyhenmeyer G. A. Adapting regional eutrophication targets for surface waters–influence of the EU Water Framework Directive, national policy and climate change // Environmental Science & Policy. 2007. Vol. 10 (7–8). P. 734—742. https://doi.org/10.1016/j.envsci.2007.04.004 
  21. A review of the potential impacts of climate change on surface water quality / Whitehead P. G. et al. // Hydrological Sciences Journal. 2009. Vol. 54 (1). P. 101—123. https://doi.org/10.1623/hysj.54.1.101
  22. Chukwu L. O., Okpe H. A. Differential response of Tilapia guineensis fingerlings to inorganic fertilizer under various salinity regimes // Journal of environmental biology. 2006. Vol. 27 (4). P. 687—690.
  23. Molecular diversity of denitrifying genes in continental margin sediments within the oxygen-deficient zone off the Pacific coast of Mexico / Liu X. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. Vol. 69 (6). P. 3549—3560. https://doi.org/10.1128/AEM.69.6.3549-3560.2003
  24. The effect of high ortho-phosphate water levels on growth, feed intake, nutrient utilization and health status of juvenile turbot (Psetta maxima) reared in intensive recirculating aquaculture systems (RAS) / Van Bussel C. G. J. et al. // Aquacultural engineering. 2013. Vol. 57. P. 63—70. https://doi.org/10.1016/j.aquaeng.2013.08.003
  25. Effects of Ortho-Phosphate on Growth Performance, Welfare and Product Quality of Juvenile African Catfish (Clarias gariepinus) / Strauch S. M. et al. // Fishes. 2019. Vol. 4 (1). P. 1—17. https://doi.org/10.3390/fishes4010003
  26. Aquatic Toxicity Assessment of Phosphate Compounds / Kim E. et al. // Environmental Health and Toxicology. 2013. Vol. 28. P. 2—8. https://doi.org/10.5620/eht.2013.28.e2013002
  27. СОУ — 05.01.-37-385:2006. Вода рибогосподарських підприємств. Загальні вимоги та норми. Київ : Міністерство аграрної політики України, 2006. 15 с. (Стандарт Мінагрополітики України).
  28. Ещенко Н. Д., Вольский Г. Г. Определение активности сукцинатдегидрогеназы // Методы биохимических исследований (липидный и энергетический обмен) Ленинград : Ленингр. ун.-т, 1982. С. 210—212.
  29. Способ определения активности глутаматдегидрогеназы в биологических объектах : пат. № 1573419, SU 1573419 Al. 1990 / 1-й Московский Медицинский Институт им. И. М. Сеченова. URL : http://patents.su/2-1573419-sposob-opredeleniya-aktivnosti-glutamatdegidrogenazy-v-biologicheskikh-obektakh.html (дата обращения : 22.12.2019).
  30. Protein measurement with the folin phenol reagent / Lowry O. H. et al. // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193, № 1. P. 265—275.
  31. Шапиро Д. К. Практикум по биологической химии // ред. Вечер А. С. Минск : Вышэйшая школа, 1976. 288 с.
  32. Причепа М. В. Особливості адаптації аборигенних окуневих риб до дії екологічних чинників водного середовища : автореф. дис. на здобуття наук. ступеня канд. біол. наук : 03.00.10 «Іхтіологія». Київ, 2016. 24 c.
  33. Zutshi B., Noor N., Sreekala G. Assessment of protein assessment of protein, glycogen and activity of phosphatases of Labeo rohita in response to physico-chemical parameters of lakes of Bangalore // THE BIOSCAN. 2015. Vol. 10, № 4. P. 1531—1537.
  34. Activity levels of phosphatases of the air-breathing catfish Mystus cavasius exposed to electroplating industrial effluent chromium / Palanisamy P. et al. // Biology and Medicine. 2012. Vol. 4, № 2. P. 60—64.
  35. Activity of Enzymes of Blood Plasma of Carp (Cyprinus carpio) under Albendazole Impact / Kurbatova I. M. et al. // Hydrobiological Journal. 2018. Vol. 54, № 4. P. 72—77. https://doi.org/10.1615/HydrobJ.v54.i4.70
  36. Нельсон Д. Л., Кокс М. М., Ленинджер А. Основы биохимии Ленинджера. В 3 т. T. 2. Биоэнергетика и метаболизм : 3-e изд. Mосква : Лаборатория знаний, 2017. C. 588—589.
  37. Fatma A. S., Gad M. N. S. Environmental pollution-induced biochemical changes in tissues of Tilapia zillii, Solea vulgaris and Mugil carpito from lake Qarun, Egypt // Global Veterenaria. 2008. Vol. 2 (6). P. 327—336.
  38. Cicik B., Engin K.The effects of cadmium on levels of glucose in serum and glycogen reserves in the liver and muscle tissues of Cyprinus carpio (Linnaeus, 1758) // Turk J. vet. 2005. Vol. 29. P. 113—117.
  39. Changes in carbohydrate metabolism in the eel Anguilla anguilla during short-term exposure to diazinon / Ceron J. J. et al. // Toxicol. Environ. Chem. 1997. Vol. 60. P. 201—210. https://doi.org/10.1080/02772249709358464
  40. Jyothi B., Narayan G. Effect of phorate on certain protein profiles of serum in freshwater fish, Clarias batrachus // J. Environ. Biol. 1997. Vol. 18. P. 137—140.
  41. Neff H. M. Use of biochemical measurement to detect pollutant-mediated damage to fish. ASTM // Spec tech. publ. 1985. Vol. 854. P. 155—183. https://doi.org/10.1520/STP36266S
  42. Bhattacharya H., Lun L., Gomez R. G. D. Biochemical effects to toxicity of CCl4 on rosy barbs (Puntius conchonius) // J. Our Nat. 2005. Vol. 3. P. 10—25. https://doi.org/10.3126/on.v3i1.330
  43. Adamu K. M., Kori-Siakpere O. Effects of sub-lethal concentrations of tobacco (Nicotiana tobaccum) leaf dust on some biochemical parameters of hybrid catfish (Clarias gariepinus and Heterobranchus bidorsalis) // Brazilian Archives of Biology and Technology. 2011. Vol. 54, № 1, P. 183—196. https://doi.org/10.1590/S1516-89132011000100023
Головна2020№ 1/2020 (51)2020_01-079_094-Kafonov-ukr