pdf35Ribogospod. nauka Ukr., 2017; 2(40): 99-113
DOI: https://doi.org/10.15407/fsu2017.02.099 
УДК 621.59:[597-146.31:639.371.2]

Розробка кріозахисних середовищ для низькотемпературного заморожування сперми стерляді (Acipenser ruthenus)

І. С. Кононенко, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , Національний університет біоресурсів і природокористування України, м. Київ

Мета. Розробити оптимальний склад кріозахисного розчину для заморожування сперми стерляді з використанням нових та стандартних складових компонентів та порівняти результати запліднення ікри спермою, замороженою різними способами та у різних середовищах. Проаналізувати результати утримання самців стерляді у модельованих умовах природного нересту та оцінити якість статевих продуктів, отриманих у ранні, порівняно із природними, строки нересту.

Методика. Поставлені завдання з оптимізації кріозахисних середовищ для заморожування сперми стерляді вирішувалися згідно загальноприйнятих методик робіт у кріобіології та відповідно до рекомендацій Копєйки Є. Ф. Роботи з плідниками стерляді проводилися відповідно до загальноприйнятих методів осетрівництва та за рекомендаціями щодо моделювання умов природного нересту.

Результати. Дослідженнями встановлено позитивну дію креатину, введення якого у склад розчину дозволило підвищити кріозахист сперми від пошкоджуючих факторів кріоконсервування. В результаті низькотемпературного заморожування сперми різними способами найкращі результати отримані при заморожувані сперми у зразках найменшого об’єму — гранулах, про що свідчать кількість живих розморожених сперміїв, показники запліднення ікри та кількості ембріонів, що розвиваються. Моделювання умов природного нересту дозволило отримати від самців стерляді якісні статеві продукти у ранні, порівняно із природніми, строками нересту, здійснити їх заморожування та запліднити ними через кілька тижнів зберігання ікру.

Наукова новизна. Серед різноманіття речовин, що використовуються в кріобіології для оптимізації складу захисних розчинів, було випробувано та отримано позитивні результаті від введення креатину. Оптимізацію складу кріорозчину проведено із використанням сперми стерляді, отриманої у ранні, порівняно із природними, строки нересту.

Практична значимість. Отримані результати можуть бути використані в умовах рибницьких заводів з метою отримання потомства стерляді як для товарних потреб, так і для відновлення її популяцій у природних водоймах. Крім того, отримані результати є підґрунтям для подальших досліджень з розробки оптимального складу кріозахисного середовища для заморожування сперми стерляді.

Ключові слова: стерлядь (Acipenser ruthenus), модельовані умови природного нересту, донерестова група, сперматозоїди, метанол, креатин.

ЛІТЕРАТУРА

  1. Алхімов Є. М., Шевченко В. Ю. Сучасний стан вирощування ремонтних цьоголіток осетроподібних риб (Acipenseriformes) в умовах півдня України//Рибогосподарська наука України. 2017. № 1 (39). С. 52—63. https://doi.org/10.15407/fsu2017.01.052 
  2. Чебанов М. С., Галич Е. В. Руководство по искусственному воспроизводству осетровых рыб. Технический доклад ФАО по рыбному хозяйству. Анкара, 2013. 325 с.
  3. Результаты разработки методов формирования маточных стад стерляди в условиях замкнутого водообеспечения/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2010. № 1. С. 86—91. (Серия: Рыбное хозяйство).
  4. Вепринцев Б. Н., Пилиев С. А. Сохранить генофонд рыб и водных беспозвоночных//Рыбное хозяйство. 1989. № 6. С. 29—32.
  5. Карнаухов В. Н. Проблемы и перспективы создания генетических криобанков для целей сохранения биоразнообразия//Биофизика живой клетки. 1994. Т. 6. С. 1—6.
  6. Криоконсервация репродуктивного материалы рыб: разработки Южного научного центра Российской академии наук/Пономарева Е. Н. и др.//Современные рыбохозяйственные и экологические проблемы Азово-Черноморского региона: VІІ Междунар. конф., 20–23 июня 2012 г.: матер. Керчь: ЮгНИРО, 2012. Т. 2. С. 55—58.
  7. Концепция сохранения и устойчивого использования биоразнообразия с применением методов криоконсервации геномов гидробионтов/Ананьев В. И. и др.//Избранные труды ВНИИПРХ. Дмитров: Север Подмосковья, 2002. Кн. 1, т. I–II. С. 385—399.
  8. Белоус А. М., Гордиенко Е. А., Розанов Л. Ф. Биохимия мембран. Замораживане и криопротекция. Москва: Высшая школа, 1987. 80 с.
  9. Использование новых технологий в аквакультуре/Войнова Н. В. и др.//Холодноводная аквакультура: старт в ХХІ век: Междунар. симп., 8–13 сент. 2003 г.: матер. Санкт-Петербург, 2003. С. 78—80.
  10. Технология криоконсервации и хранения в низкотемпературном банке спермы рыб/Цветкова Л. И. и др.//Сборник научно-технической и методической документации по аквакультуре. Москва: ВНИРО, 2001. С. 152—158.
  11. Fertilization rate of Siberian sturgeon (Acipenser baeri Brandt) milt cryopreserved with methanol/Glogowski J. et al.//Aquaculture. 2002. № 211. P. 367—373. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(02)00003-0 
  12. Особенности развития репродуктивной системы донской стерляди в зарегулированных условиях водной среды/Пономарева Е. Н. и др.//Известия Самарского научного центра РАН. 2012. Т. 14, № 5. С. 191—194.
  13. Особенности гаметогенеза стерляди в зарегулированных условиях водной среды/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2011. №2. С. 112—117. (Серbz: Рыбное хозяйство).
  14. Справочник рыбовода. Инновационные технологии аквакультуры Юга России/Матишов Г. Г. и др.; ред. Пономарев С. В. Ростов-на-Дону: ЮНЦ РАН. 2013. С. 109—120.
  15. Корчунов А. А. Методы ускоренного формирования маточного стада стерляди в условиях УЗВ//Актуальные проблемы обеспечения продовольственной безопасности Юга России: инновационные технологии для сохранения биоресурсов, плодородия почв, мелиорации и водообеспечения: Междунар. науч. конф., 27–30 сент. 2011 г.: матер. Ростов-на-Дону, 2011. С. 24—25.
  16. Результаты разработки методов формирования маточных стад стерляди в условиях замкнутого водоснабжения/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2010. № 1. С. 86—91. (Серия: Рыбное хозяйство).
  17. Судакова Н. В. Технологии и нормативы по товарному осетроводству в VI рыбоводной зоне. Москва: ВНИРО, 2006. 100 с.
  18. Чебанов М. С., Галич Е. В., Чмырь Ю. М. Руководство по разведению и выращиванию осетровых рыб. Москва: Росинформагротех, 2004. 135 с.
  19. Инструкция по низкотемпературной консервации спермы карпа/ Копейка Е. Ф. Москва: ВНИИПРХ, 1986. 11 с.
  20. Залепухин В. В. Индивидуальная рабочая плодовитость как характеристика эндогенной разнокачественности рыб//Вестник АГТУ. 2009. № 1. С. 73—78. (Серия: Рыбное хозяйство).
  21. Stein H. Zum Einflus von Schutzsubstanz und Konfektionierung auf das Befruchtungsergebnis mit tiefgefrorenem Bachforellensperma (Salmo trutta morpha fario L.) // Berl. Munch. Tierarztliche Wochenschrift. 1979. Vol. 92. P. 420—421.
  22. О некоторых факторах, влияющих на криоустойчивость спермы карпа Cyprinus carpio/Цветкова Л. И. и др.//Избранные труды ВНИИПРХ. Дмитров: Север Подмосковья, 2002. Кн. 1, т. I–II. С. 377—384.
  23. Красильникова А. А., Тихомиров А. М. Объем замораживаемого образца как один из факторов выживаемости сперматозоидов осетровых видов рыб при криоконсервации//Естественные науки. Биотехнология. 2014. № 2 (47). С. 62—69.
  24. Effects of cryoprotectants and male on motility parameters and fertilizabilization rate in paddlefish (Polyodon spathula) frozen-thawed spermatozoa/Linhart O. et al.//J. Appl. Ichthyol. 2006. Vol. 22, suppl. I. P. 384—388. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2007.00992.x 
  25. Аквакультура осетровых рыб: достижения и перспективы развития/Цветкова Л. И. и др. Астрахань, 2004. С. 213—214.
  26. Acrosome staining and motility characteristics of sterlet spermatozoa after cryopreservation with use of methanol and DMSO/Psenicka M. et al.//Cryobiology. 2008. № 56. P. 251—253. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2008.03.006 
  27. The relationship of the cryoprotectants methanol and dimethylsulfoxide and hyperosmotic extenders on sperm cryopreservation of two North-American sturgeon species/Horvath A. et al.//Aquaculture. 2005. № 247. P. 243—251. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.02.007 
  28. Chao N.-H., Liao I. C. Cryopreservation of finfish and shellfish gametes end embryos//Aquaculture. 2001. № 197. P. 161—189. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(01)00586-5 
  29. Sperm cryopreservation of the Indian major carp, Labeo calbasu: Effects of cryoprotectants, cooling rates and thawing rates on egg fertilization/Nahiduzzaman Md. et al.//Animal Reproduction Science. 2012. № 136. P. 133—138. https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2012.10.023 
  30. Mounib M. S. Cryogenic preservation of fish and mammalian spermatozoa//J. Reprod. Fert. 1978. Vol. 53. № 1. P. 13—18. https://doi.org/10.1530/jrf.0.0530013 
  31. Mounib M. S., Hwang P. C., Idler R. R. Cryogenic preservation of Atlantic Cod (Gadus morhua) sperm//J. Fish. Res. Board. Can. 1968. Vol. 25, № 12. P. 2623—2632. https://doi.org/10.1139/f68-232 
  32. Черномашенцев А. И., Мильштейн В. В. Рыбоводство. Москва: Легкая промышленность, 1983. 272 с.
  33. Иванов А. П. Рыбоводство в естественных водоемах. Москва: Агропромиздат, 1988. 367 с.
  34. The relationship of the cryoprotectants methanol and dimethylsulfoxide and hyperosmotic extenders on sperm cryopreservation of two North-American sturgeon species/Horváth Á. et al.//Aquaculture. 2005. Vol. 247, № 1–4. P. 243—251. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.02.007
  35. Studies on the sperm biology and sperm cryopreservation in the sterlet, Acipenser ruthenus L./Lahnsteiner F. et al.//Aquaculture Research. 2004. Vol. 35. P. 519—528. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2004.01034.x 
  36. Lahnsteiner F., Weismann T., Patzner R. A. Methanol as cryoprotectant and the suitability of 1.2 ml and 5 ml straws for cryopreservation of sperm from salmonid fishes//Aquaculture Research. 1997. Vol. 28. P. 471—479. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2004.01034.x 
Головна2017№ 2/2017 (40)2017-02_099-113_Kononenko