pdf35

Ribogospod. nauka Ukr., 2025; 2(72): 173-191
DOI: https://doi.org/10.61976/fsu2025.02.173
UDC 639.371.52:597.42:591.3

Вплив екстракту гриба шиїтаке (Lentinula edodes) на ріст та опірність організму молоді руського осетра (Acipenser gueldenstaedtii Brandt, 1856)

Ю. М. Забитівський, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0000-0001-8300-0177, Інститут екології Карпат НАН України, м. Львів
М. З. Кориляк, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0000-0001-8235-5400, Львівська дослідна станція Інституту рибного господарства Національної академії аграрних наук України, смт Великий Любінь
Л. Й. Бобеляк, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0009-0002-8173-6978, Львівська дослідна станція Інституту рибного господарства Національної академії аграрних наук України, смт Великий Любінь
Г. В. Качай, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її. , ORCID ID 0009-0000-8562-9665, Львівська дослідна станція Інституту рибного господарства Національної академії аграрних наук України, смт Великий Любінь

Мета. Оцінити вплив препарату з гриба шиїтаке (Lentinula edodes) на ранні етапи розвитку руського осетра за швидкістю росту, виживаністю та активністю ензимів, які відіграють важливу роль у формуванні загальної опірності організму.

Методика. Об’єктом дослідження була молодь руського осетра (Acipenser gueldenstaedtii Brandt, 1856), яка вирощувалася 28 діб у басейнах зі щільністю 800 екз./м2.

Збагачення науплій для годівлі особин двох дослідних груп здійснювалось із розрахунку 5 та 35 мг/г відповідно. Для контрольної групи збагачення не проводилось. Вивчали добовий темп росту та кумулятивну виживаність осетрів. Активність ензимів визначали в супернатанті гомогенату кишечника. Активність α-амілази виявляли методом Каравея, аланінамінотрансферази — методом Райтмана-Френкеля. Активність лужної фосфатази досліджували за реакцією з фенілфосфатом. Цифровий матеріал опрацьовували методами варіаційної статистики з використанням програм «MS Excel» та «Statistica 12.0».

Результати. Застосування препарату з гриба Lentinula edodes привело до збільшення середньої маси тіла руського осетра в кінці експерименту на 27,4%. В останній тиждень досліду темп росту у першій та другій дослідних групах був вищим відносно контролю в 1,5 і в 1,6 раза відповідно. Кумулятивне виживання протягом 28 діб експерименту становило у контрольній, першій та другій дослідних групах 31,7; 47,3 та 85,0% відповідно. Після 28 діб експерименту активність лужної фосфатази (ALP) у тканинах кишечника була вищою в обох дослідних групах у 2,13 та 4,53 раза відповідно (p < 0,05). Вірогідні зміни в активності аланінамінотрансферази (ALT) помітно в перший та четвертий тиждень досліду. Активність трансамінування в дослідних групах № 1 та № 2 виявилася вищою на 16,5 та 36,5% відносно контрольної групи. Після 28 діб спостерігалося зростання показників активності гідролітичних процесів у обох дослідних групах, що перевищують значення в контрольній групі у 2,6 та у 9,6 раза відповідно. Ці показники відповідають процесам активного росту організму осетра. В результаті застосування препарату з гриба шиїтаке протягом 28 діб підтримання гомеостазу стає стабільнішим за рахунок поповнення енергетичного пулу цукрів, а також активізації трансфераз, що підвищує стресостійкість організму.

Наукова новизна. Вперше проведено оцінку впливу гриба шиїтаке (Lentinula edodes) на показники росту, виживаність та активність ензимів — трансфераз та гідролаз, які відіграють важливу роль у формуванні загальної опірності організму руського осетра на ранніх етапах його розвитку.

Практична значимість. Отримані результати сприяють удосконаленню технології вирощування молоді осетрових риб. Застосування цих даних дозволить підвищити продуктивність вирощування та отримати якісний, здоровий зарибок осетрових риб.

Ключові слова: шиїтаке, осетри, РАС, продуктивність вирощування, опірність, трансферази.

ЛІТЕРАТУРА

  1. The effect of Sviteco PWC probiotic product on growth, physiological and biochemical status and nonspecific resistance of sturgeon fish juveniles / Zabytivskyi Y. et al. // AACL Bioflux. 2025. Vol. 18(1). P. 466—476. URL : https://bioflux.com.ro/docs/2025.466-476.pdf (accessed : 07.04.2025).
  2. Salinity, temperature and ammonia acute stress response in seabream (Sparus aurata) juveniles: A Multidisciplinary study / Zarantoniello M. et al. // Animals. 2021. Vol. 11. P. 97. https://doi.org/10.3390/ani11010097.
  3. Effects of stocking density on growth, stress, and immune responses of juvenile Chinese sturgeon (Acipenser sinensis) in recirculating aquaculture system / Long L. et al. // Comparative Biochemistry and Physiology. Part C. 2019. Vol. 219. P. 25—34. https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2019.02.002.
  4. Daskalova A. Farmed fish welfare: stress, post-mortem muscle metabolism, and stress-related meat quality changes // International Aquatic Research. 2019. Vol. (11). P. 113—124. https://doi.org/10.1007/s40071-019-0230-0.
  5. Dev A. K, Thakur R., Yadav S. Deciphering the importance of herbal immunostimulants in aquaculture, using citation network analysis: A futuristic sustainable approach // Comparative Immunology Reports. 2024. Vol. 6. 200129. https://doi.org/10.1016/j.cirep.2023.200129.
  6. Magnadottir B. Innate immunity of fish (overview) // Fish&Shellfish Immunology. 2006. Vol. 20. P. 137—151. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2004.09.006.
  7. Effects of Artemia sp. with Essential Fatty Acids on Functional and Morphological Aspects of the Digestive System in Acipenser gueldenstaedtii Larvae / Kamaszewski M. et al. // Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 2014. Vol. 14. P. 1—2. https://doi.org/10.4194/1303-2712-v14_4_12.
  8. Біологічні особливості організму молоді осетрових (Acipenseridae Bonaparte, 1831) риб за дії синтетичного та органічного імуностимуляторів / Забитівський Ю. М. та ін. // Рибогосподарська наука України. 2023. № 2 (64). С. 109—128. https://doi.org/10.15407/fsu2023.02.109.
  9. Comparative evaluation of the immune responses and disease resistance of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) induced by yeast β-glucan and crude glucan derived from mycelium in the spent mushroom substrate of Schizophyllum commune / Chirapongsatonkul N. et al. // Aquaculture Reports. 2019. Vol. 15. 100205. https://doi.org/10.1016/j.aqrep.2019.100205.
  10. Potential uses of fungal polysaccharides as immunostimulants in fish and shrimp aquaculture: A review / Mohan K. et al. //Aquaculture. 2019. №500. P.250–263. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2018.10.023.
  11. Shahbazi S., Bolhassani A. Immunostimulants: Types and Function (Mini review) // Journal of Medical Microbiology and Infectious Diseases. 2016. Vol. 4 (3–4). P. 45—51. URL : https://jommid.pasteur.ac.ir/article-1-131-en.html (accessed : 07.04.2025).
  12. Enshasy H., Hatti-Kaul R. Mushroom immunomodulators: unique molecules with unlimited applications // Trends in Biotechnology. 2013. Vol. 31, № 12. P. 668—677. http://dx.doi.org/10.1016/j.tibtech.2013.09.
  13. Bioactive polysaccharides from medicinal mushrooms: A review on their isolation, structural characteristics and antitumor activity / Garcia J. et al. // Food Bioscience. 2022. Vol. 49. 101955. https://doi.org/10.1016/j.fbio.2022.101955.
  14. Extraction optimization, characterization, antioxidant and immunomodulatory activities of a novel polysaccharidae from the wild mushroom Paxillus involutus / Liu Y. et al. // International Journal of Biological Macromolecules. 2018. Vol. 112. P. 326—332. http://dx.doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2018.01.132.
  15. Sherif A., Mahfouz M. Immune status of Oreochromis niloticus experimentally infected with Aeromonas hydrophila following feeding with 1,3 β-glucan and levamisole immunostimulants // Aquaculture. 2019. Vol. 509. P. 40—46. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2019.05.016.
  16. Bioactive immunostimulants as health-promoting feed additives in aquaculture: A review / Vijayaram S. et al. // Fish and Shellfish Immunology. 2022. Vol. 130. P. 294—308. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2022.09.011.
  17. Improvement of dietary value of live foods for fish larvae by feeding them on 52-3 highly unsaturated fatty acids and fat-soluble vitamins / Watanabe et al. // T. Bull. Japan. Soc. Sci. Fish. 1983. Vol. 49. P. 471—479. https://doi.org/10.2331/suisan.49.471 
  18. Reitan K. I., Rainuzzo J. R., Olsen Y. Effect of nutrient limitation on fatty acid and lipid content of marine microalgae // Journal of Phycology. 1994. Vol. 30, iss. 6. P. 972—979. https://doi.org/10.1111/j.0022-3646.1994.00972.x 
  19. ТУ У 24.4-13433137-050:2006. Інструкція до набору реактивів для визначення активності α-амілази (діастази) амілокластичним методом Каравея «альфа-амілаза». ДВ050 від 31.03.2016.
  20. ТУ У 24.4-13433137-047-2003. Інструкція до набору реактивів для визначення активності аланінамінотрансферази методом Райтмана-Френкеля «АлАТ». ДВ047 від 30.06.2016. https://doi.org/10.1088/1126-6708/2003/06/047 
  21. ТУ У 24.4-13433137-047-2003. Інструкція до набору реактивів для визначення активності лужної фосфатази за реакцією з фенілфосфатом (по кінцевій точці) «Лужна фосфатаза». ДВ 047 від 30.06.2016. https://doi.org/10.1088/1126-6708/2003/06/047 
  22. Effect on serum parameters and immune responses of Carassius auratus gibelio esposed to dietary lead and Bacillus subtilis / Cai Y. et al. // Biological trace element research. 2018. https://doi.org/10.1007/s12011-018-1544-2.
  23. Intestinal alkaline phosphatase detoxifies lipopolysaccharide and prevents inflammation in zebrafish in response to the gut microbiota / Bates J. et al. // Cell Host Microbe. 2007. Vol. 2(6). P. 371—382. https://doi:10.1016/j.chom.2007.10.010.
  24. Wala C., Bawa-Allah A., Adams A. Alkaline phosphatase (ALP) activity in selected tissues & organs of Clarias gariepinus exposed to different levels of paraquat // Journal of Biology, Agriculture and Healthcare. 2014. Vol. 4, No. 21. P. 8—10.
  25. Evaluation of biochemical parameters of Clarias gariepinus exposed to sublethal concentracion of cypermethrin / Obiezue R. et al. //Animal Research International. 2011. Vol. 8(3). P. 1480—1484.
  26. Changes in alkaline phosphatase isoenzyme activity in tissues and plasma of Atlantic salmon (Salmo salar) before and during smoltification and gonadal maturation / Johnston C. E. et al. // Fish Physiology and Biochemistry.1994. Vol. 12. P. 485—497. https://doi.org/10.1007/BF00004451.
  27. Evaluation of metabolic enzymes in response to Excel Mera 71, a Glyphosate-based herbicide, and recovery pattern in freshwater teleostean fishes / Samanta P. et al. // BioMed Research International. 2014. ID 425159. P. 1—6. http://dx.doi.org/10.1155/2014/425159.
Головна2025№ 2/2025 (72)2025_02-173_191-Zabytivskyi