pdf35Ribogospod. nauka Ukr., 2017; 2(40): 99-113
DOI: https://doi.org/10.15407/fsu2017.02.099 
УДК 621.59:[597-146.31:639.371.2]

Разработка криозащитных сред для низкотемпературного замораживания спермы стерляди (Acipenser  ruthenus)

И. С. Кононенко, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Национальный университет биоресурсов и природопользования Украины, г. Киев

Цель. Разработать оптимальный состав криозащитной среды для замораживания спермы стерляди с использованием новых и стандартных составных компонентов и сравнить результаты оплодотворения икры спермой, замороженной разными способами и в разных средах. Проанализировать результаты содержания самцов стерляди в моделированных условиях естественного нереста и оценить качество половых продуктов, полученных в ранние, по сравнению с естественными, сроки нереста.

Методика. Поставленные задачи по оптимизации криозащитных сред для замораживания спермы стерляди решались согласно общепринятым методикам работ в криобиологии. Работы с производителями стерляди проводились в соответствии с общепринятыми методами в осетроводстве и моделированию условий естественного нереста.

Результаты. Исследованиями установлено позитивное действие креатина, введение которого в состав раствора позволило повысить криозащиту спермы от повреждающих факторов криоконсервирования. В результате низкотемпературного замораживания спермы разными способами лучшие результаты получены в образцах с наименьшим объёмом — гранулах, о чем свидетельствуют количество живых размороженных спермиев, показатели оплодотворения икры и количества развивающихся эмбрионов. Моделирование условий естественного нереста позволило получить от самцов стерляди качественные половые продукты в ранние, по сравнению с естественными, строки нереста, провести их замораживание и оплодотворить ими через несколько недель хранения икру.

Научная новизна. Среди разнообразия веществ, используемых в криобиологии для оптимизации состава защитных растворов, было апробировано и получено позитивные результаты от введения креатина. Оптимизацию состава криораствора проведено с использованием спермы стерляди, полученной в ранние, по сравнению с естественными, строки нереста.

Практическая значимость. Полученные результаты могут быть использованы в условиях рыбоводных заводов с целью получения потомства стерляди как для товарных потребностей, так и для восстановления ее популяции в естественных водоемах. Кроме того, полученные результаты являются основой для дальнейших разработок оптимального состава криозащитной среды для замораживания спермы стерляди.

Ключевые слова: стерлядь (Acipenser ruthenus), моделированные условия естественного нереста, донерестовая партия, сперматозоиды, метанол, креатин.

ЛИТЕРАТУРА

  1. Алхімов Є. М., Шевченко В. Ю. Сучасний стан вирощування ремонтних цьоголіток осетроподібних риб (Acipenseriformes) в умовах півдня України//Рибогосподарська наука України. 2017. № 1 (39). С. 52—63. https://doi.org/10.15407/fsu2017.01.052 
  2. Чебанов М. С., Галич Е. В. Руководство по искусственному воспроизводству осетровых рыб. Технический доклад ФАО по рыбному хозяйству. Анкара, 2013. 325 с.
  3. Результаты разработки методов формирования маточных стад стерляди в условиях замкнутого водообеспечения/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2010. № 1. С. 86—91. (Серия: Рыбное хозяйство).
  4. Вепринцев Б. Н., Пилиев С. А. Сохранить генофонд рыб и водных беспозвоночных//Рыбное хозяйство. 1989. № 6. С. 29—32.
  5. Карнаухов В. Н. Проблемы и перспективы создания генетических криобанков для целей сохранения биоразнообразия//Биофизика живой клетки. 1994. Т. 6. С. 1—6.
  6. Криоконсервация репродуктивного материалы рыб: разработки Южного научного центра Российской академии наук/Пономарева Е. Н. и др.//Современные рыбохозяйственные и экологические проблемы Азово-Черноморского региона: VІІ Междунар. конф., 20–23 июня 2012 г.: матер. Керчь: ЮгНИРО, 2012. Т. 2. С. 55—58.
  7. Концепция сохранения и устойчивого использования биоразнообразия с применением методов криоконсервации геномов гидробионтов/Ананьев В. И. и др.//Избранные труды ВНИИПРХ. Дмитров: Север Подмосковья, 2002. Кн. 1, т. I–II. С. 385—399.
  8. Белоус А. М., Гордиенко Е. А., Розанов Л. Ф. Биохимия мембран. Замораживане и криопротекция. Москва: Высшая школа, 1987. 80 с.
  9. Использование новых технологий в аквакультуре/Войнова Н. В. и др.//Холодноводная аквакультура: старт в ХХІ век: Междунар. симп., 8–13 сент. 2003 г.: матер. Санкт-Петербург, 2003. С. 78—80.
  10. Технология криоконсервации и хранения в низкотемпературном банке спермы рыб/Цветкова Л. И. и др.//Сборник научно-технической и методической документации по аквакультуре. Москва: ВНИРО, 2001. С. 152—158.
  11. Fertilization rate of Siberian sturgeon (Acipenser baeri Brandt) milt cryopreserved with methanol/Glogowski J. et al.//Aquaculture. 2002. № 211. P. 367—373. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(02)00003-0 
  12. Особенности развития репродуктивной системы донской стерляди в зарегулированных условиях водной среды/Пономарева Е. Н. и др.//Известия Самарского научного центра РАН. 2012. Т. 14, № 5. С. 191—194.
  13. Особенности гаметогенеза стерляди в зарегулированных условиях водной среды/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2011. №2. С. 112—117. (Серbz: Рыбное хозяйство).
  14. Справочник рыбовода. Инновационные технологии аквакультуры Юга России/Матишов Г. Г. и др.; ред. Пономарев С. В. Ростов-на-Дону: ЮНЦ РАН. 2013. С. 109—120.
  15. Корчунов А. А. Методы ускоренного формирования маточного стада стерляди в условиях УЗВ//Актуальные проблемы обеспечения продовольственной безопасности Юга России: инновационные технологии для сохранения биоресурсов, плодородия почв, мелиорации и водообеспечения: Междунар. науч. конф., 27–30 сент. 2011 г.: матер. Ростов-на-Дону, 2011. С. 24—25.
  16. Результаты разработки методов формирования маточных стад стерляди в условиях замкнутого водоснабжения/Пономарева Е. Н. и др.//Вестник АГТУ. 2010. № 1. С. 86—91. (Серия: Рыбное хозяйство).
  17. Судакова Н. В. Технологии и нормативы по товарному осетроводству в VI рыбоводной зоне. Москва: ВНИРО, 2006. 100 с.
  18. Чебанов М. С., Галич Е. В., Чмырь Ю. М. Руководство по разведению и выращиванию осетровых рыб. Москва: Росинформагротех, 2004. 135 с.
  19. Инструкция по низкотемпературной консервации спермы карпа/ Копейка Е. Ф. Москва: ВНИИПРХ, 1986. 11 с.
  20. Залепухин В. В. Индивидуальная рабочая плодовитость как характеристика эндогенной разнокачественности рыб//Вестник АГТУ. 2009. № 1. С. 73—78. (Серия: Рыбное хозяйство).
  21. Stein H. Zum Einflus von Schutzsubstanz und Konfektionierung auf das Befruchtungsergebnis mit tiefgefrorenem Bachforellensperma (Salmo trutta morpha fario L.) // Berl. Munch. Tierarztliche Wochenschrift. 1979. Vol. 92. P. 420—421.
  22. О некоторых факторах, влияющих на криоустойчивость спермы карпа Cyprinus carpio/Цветкова Л. И. и др.//Избранные труды ВНИИПРХ. Дмитров: Север Подмосковья, 2002. Кн. 1, т. I–II. С. 377—384.
  23. Красильникова А. А., Тихомиров А. М. Объем замораживаемого образца как один из факторов выживаемости сперматозоидов осетровых видов рыб при криоконсервации//Естественные науки. Биотехнология. 2014. № 2 (47). С. 62—69.
  24. Effects of cryoprotectants and male on motility parameters and fertilizabilization rate in paddlefish (Polyodon spathula) frozen-thawed spermatozoa/Linhart O. et al.//J. Appl. Ichthyol. 2006. Vol. 22, suppl. I. P. 384—388. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2007.00992.x
  25. Аквакультура осетровых рыб: достижения и перспективы развития/Цветкова Л. И. и др. Астрахань, 2004. С. 213—214.
  26. Acrosome staining and motility characteristics of sterlet spermatozoa after cryopreservation with use of methanol and DMSO/Psenicka M. et al.//Cryobiology. 2008. № 56. P. 251—253. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2008.03.006 
  27. The relationship of the cryoprotectants methanol and dimethylsulfoxide and hyperosmotic extenders on sperm cryopreservation of two North-American sturgeon species/Horvath A. et al.//Aquaculture. 2005. № 247. P. 243—251. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.02.007 
  28. Chao N.-H., Liao I. C. Cryopreservation of finfish and shellfish gametes end embryos//Aquaculture. 2001. № 197. P. 161—189. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(01)00586-5 
  29. Sperm cryopreservation of the Indian major carp, Labeo calbasu: Effects of cryoprotectants, cooling rates and thawing rates on egg fertilization/Nahiduzzaman Md. et al.//Animal Reproduction Science. 2012. № 136. P. 133—138. https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2012.10.023 
  30. Mounib M. S. Cryogenic preservation of fish and mammalian spermatozoa//J. Reprod. Fert. 1978. Vol. 53. № 1. P. 13—18. https://doi.org/10.1530/jrf.0.0530013 
  31. Mounib M. S., Hwang P. C., Idler R. R. Cryogenic preservation of Atlantic Cod (Gadus morhua) sperm//J. Fish. Res. Board. Can. 1968. Vol. 25, № 12. P. 2623—2632. https://doi.org/10.1139/f68-232 
  32. Черномашенцев А. И., Мильштейн В. В. Рыбоводство. Москва: Легкая промышленность, 1983. 272 с.
  33. Иванов А. П. Рыбоводство в естественных водоемах. Москва: Агропромиздат, 1988. 367 с.
  34. The relationship of the cryoprotectants methanol and dimethylsulfoxide and hyperosmotic extenders on sperm cryopreservation of two North-American sturgeon species/Horváth Á. et al.//Aquaculture. 2005. Vol. 247, № 1–4. P. 243—251. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.02.007
  35. Studies on the sperm biology and sperm cryopreservation in the sterlet, Acipenser ruthenus L./Lahnsteiner F. et al.//Aquaculture Research. 2004. Vol. 35. P. 519—528. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2004.01034.x 
  36. Lahnsteiner F., Weismann T., Patzner R. A. Methanol as cryoprotectant and the suitability of 1.2 ml and 5 ml straws for cryopreservation of sperm from salmonid fishes//Aquaculture Research. 1997. Vol. 28. P. 471—479. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2004.01034.x