Ribogospod. nauka Ukr., 2016; 2(36): 48-64
DOI: https://doi.org/10.15407/fsu2016.02.048
УДК 597-12:577.21.08

pdf35

СОВРЕМЕННЫЕ МЕТОДЫ МОЛЕКУЛЯРНОЙ ДИАГНОСТИКИ ЗАБОЛЕВАНИЙ РЫБ (ОБЗОР)

О. В. Залоило, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев
Ю. П. Рудь, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев
И. А. Залоило, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Национальный университет биоресурсов и природопользования Украины, г. Киев
И. И. Грициняк, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев

Цель. Молекулярные методы диагностики (ММД) постепенно приобретают широкое распространение в современном рыбоводстве. ММД включают широкий спектр специфических подходов, каждый из которых обладает четкими границами возможного применения и характеризуется индивидуальными особенностями в практическом выполнении. Между тем, современная специальная литература по данной тематике преимущественно рассматривает отдельные методики в узком контексте задач либо обсуждает практические результаты, полученные с помощью таких подходов. Таким образом, обобщение существующей информации о механизмах действия, границах возможностей и типовых проблемах основных методов молекулярной диагностики является актуальной задачей рыбоводства. В частности, такой обзор позволит более эффективно выбирать один или несколько подходов для идентификации возбудителей заболеваний рыб.

Результаты. В работе рассмотрены основные молекулярные методы, используемые в мировом рыбоводстве для диагностики различных заболеваний промысловых рыб.

Научная новизна. Данная работа является обобщением данных о принципах и механизмах выполнения диагностики на основании современных молекулярных методов. Для каждого из упомянутых подходов показаны наиболее перспективные направления применения. Информация представлена в форме обобщенного сравнительного анализа методик с указанием положительных и отрицательных практических аспектов каждой из них.

Практическая значимость. Представленный обзор современных молекулярных методов диагностики в рыбоводстве ориентирован на практическое применение. Обобщенная и аналитическая информация может быть использована при планировании текущих и дифференцированных диагностических мероприятий (как оперативных, так и профилактических), а также будет полезной при создании комплексных диагностических подходов общего и индивидуального характера.

Ключевые слова: методы молекулярной диагностики, ПЦР, ДНК, амплификация, болезни рыб.

ЛИТЕРАТУРА

  1. Walker P. DNA-based Molecular Diagnostic Techniques. Research needs for standardization and validation of the detection of aquatic animal pathogens and diseases / P. Walker, R. P. Subasinghe // FAO Fisheries Technical Paper. — 2000. — № 395. — 93 p.
  2. Amos К. H. Procedures for the detection and identification of certain fish pathogens / Amos К. H. — Corvallis, Oregon, 1985. — 114 p.
  3. Polymerase chain reaction (PCR) amplification of a nucleoprotein gene sequence of infectious hematopoietic necrosis virus / C. K. Arakawa, R. J. Deering, K. H. Higman [et al.] // Dis. Aquat. Org. — 1990. — Vol. 8. — P. 165—170. http://dx.doi.org/10.3354/dao008165
  4. Щелкунов И. С. Новые перспективы в диагностике вирусных болезней рыб: разработка тест-систем для выявления возбудителя весенней виремии карпа на основе методов анализа генома / И. С. Щелкунов, С. Ф. Орешкова. — М., 2006. — 112 c.
  5. Zaloilo І. А. Application of DNA microarrays in a modern fish-farming / І. А. Zaloilo, O. V. Zaloilo, L. P. Buchatskiy // Biotechnologia Acta. — 2015. — Vol. 8, № 4. — P. 9—20.
  6. Fluorescent In Situ Hybridization Protocol for Xist RNA Combined with Immunofluorescence of Histone Modification in X-chromosome Inactivation / M. Yue, J. L. Charles Richard, N. Yamada [et al.] // J. Vis. Exp. — 2014. — Vol. 93. — P. 9—20. http://dx.doi.org/10.3791/52053
  7. Soliman H. Detection of fish pathogens by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technique / H. Soliman, M. Saleh, M. El-Matbouli // Methods Mol Biol. — 2015. — Vol. 1247 — P. 163—173. http://dx.doi.org/10.1007/978-1-4939-2004-4_12
  8. ПЦР в реальном времени / [Ребриков Д. В., Саматов Г. А., Трофимов Д. Ю. и др.]. — М. : БИНОМ. Лаборатория знаний, 2009. — 215 с.
  9. In vitro probiotic profiling of novel Enterococcus faecium and Leuconostoc mesenteroides from Tunisian freshwater fishes / R. El-Jeni, M. El Bour, P. Calo-Mata [et al.] // Can J Microbiol. — 2016. — Vol. 62(1). — P. 60—71. http://dx.doi.org/10.1139/cjm-2015-0481
  10. Зорина В. В. Основы полимеразной цепной реакции (ПЦР) : методическое пособие / Зорина В. В. — М. : ДНК-технология, 2012. — 80 с.
  11. Expression of mep50 in adult and embryos of medaka fish (Oryzias latipes) / N. Cheng, M. Guo, P. Chang [et al.] // Fish Physiol Biochem. — 2016. — Jan. 9. — P. 1—9. http://dx.doi.org/10.4315/0362-028X.JFP-14-244
  12. Жимулев И. Ф. Общая и молекулярная генетика : учеб. пособие / Жимулев И. Ф. — Новосибирск : Изд-во Новосиб. ун-та, 2002. — 459 с.
  13. Interlaboratory Validation for a Real-Time PCR Salmonella Detection Method Using the ABI 7500 FAST Real-Time PCR System / C. M., Cheng T. Doran, W. Lin [et al.] // J Food Prot. — 2015. — Vol. 78(6). — P. 1119—1124. http://dx.doi.org/10.1007/s10695-016-0196-4
  14. A novel multiplex RT-qPCR method based on dual-labelled probes suitable for typing all known genotypes of viral haemorrhagic septicaemia virus / D. Vázquez, C. López-Vázquez, H. F. Skall [et al.] // J Fish Dis. — 2015. — Vol. 38(7). — P. 675—679. http://dx.doi.org/10.1111/jfd.12381
  15. Tabarestani S. Detection of Gene Amplification by Multiplex Ligation-Dependent Probe Amplification in Comparison with In Situ Hybridization and Immunohistochemistry / S. Tabarestani, S. Ghaderian, H. Rezvani // Asian Pac J Cancer Prev. — 2015. — Vol. 16(17). — P. 7997—8002. http://dx.doi.org/10.7314/APJCP.2015.16.17.7997
  16. Gold-nanoparticle based electrochemical DNA sensor for the detection of fish pathogen Aphanomyces invadans / G. C. Kuan, L. P. Sheng, P. Rijiravanich [et al.] // Talanta. — 2013. — Vol. 117. — P. 312—317. http://dx.doi.org/10.1016/j.talanta.2013.09.016
  17. Евсегнеева Ж. В. Разработка и применение ПЦР-технологий для молекулярно-генетической диагностики герпесвирусов : дисс. … кандидата биол. наук / Евсегнеева Жанна Виталиевна. — М., 2012. — 118 с.
  18. An N-targeting real-time PCR strategy for the accurate detection of spring viremia of carp virus / L. Shao, Y. Xiao, Z. He [et al.] // J Virol Methods. — 2016. — Vol. 229. — P. 27—34. http://dx.doi.org/10.1016/j.jviromet.2015.12.008
  19. Igbinosa E. O. Detection and Antimicrobial Resistance of Vibrio Isolates in Aquaculture Environments: Implications for Public Health / E. O. Igbinosa // Microb Drug Resist. — 2015. — 5. — [Epub ahead of print].
  20. Molecular techniques for pathogen identification and fungus detection in the environment / C. K. Tsui, J. Woodhall, W. Chen [et al.] // IMA Fungus. — 2011. — Vol. 2(2). — P. 177—189.
  21. Molecular tools for the detection and identification of Ichthyobodo spp. (Kinetoplastida), important fish parasites / T. E. Isaksen, E. Karlsbakk, O. Repstad [et al.] // Parasitol Int. — 2012. — Vol. 61(24). — P. 675—683.
  22. Marking of specific sequences in double-stranded DNA molecules-SNP detection and direct observation / Y. Shigemori, H. Haruta, T. Okada [et al.] // Genome Res. — 2004. — Vol. 14(12). — P. 2478—2485. http://dx.doi.org/10.1101/gr.2789604
  23. Zhang Y. Marking and detection of DNA of leptospires in the dot-blot and situ hybridization with digoxigenin-labelled probes / Y. Zhang, B. Dai // Journal of West China University of Medical Sciences. — 1992. — Vol. 23(4). — P. 353—357.
  24. A comparison of several immunocytochemical detection systems using reflection-contrast and electron microscopy / A. F. Cremers, N. Jansen in de Wal, J. Wiegant [et al.] // Histochemistry. — 1987. — Vol. 86(6). — P. 609—615. http://dx.doi.org/10.1007/bf00489555
  25. Kołodziejski D. The extended version of restriction analysis approach for the examination of the ability of low-molecular-weight compounds to modify DNA in a cell-free system / D. Kołodziejski, A. Brillowska-Dąbrowska, A. Bartoszek // Food Chem Toxicol. — 2015. — Vol. 75. — P. 118—127. http://dx.doi.org/10.1016/j.fct.2014.11.016
  26. A molecular switch sensor for detection of PRSS1 genotype based on site-specific DNA cleavage of restriction endonuclease / Q. Liu, F. Gao, S. Weng [et al.] // Ann Clin Lab Sci. — 2015. — Vol. 45(2). — P. 128—133.
  27. Microbial fingerprinting detects intestinal microbiota dysbiosis in Zebrafish models with chemically-induced enterocolitis / Q. He, L. Wang, F. Wang [et al.] // BMC Microbiol. — 2013. — Vol. 26. — 26050. http://dx.doi.org/10.1186/1471-2180-13-289
  28. Application of polymerase chain reaction—restriction fragment length polymorphism and lab-on-a-chip technology to the identification of fishspecies from Bohai Bay / X. Li, Y. Qu, P. Zhang [et al.] // Se Pu. — 2011. —Vol. 29(7). — P. 673—676.
  29. Rapid estimation of microbial populations in fish samples by using terminal restriction fragment length polymorphism analysis of 16S rDNA / Y. Tanaka, H. Takahashi, N. Kitazawa, B. Kimura [et al.] // J Food Prot. — 2010. —Vol. 73(1). — P. 104—113.
  30. Nilsson W. B. Detection and identification of bacterial pathogens of fish in kidney tissue using terminal restriction fragment length polymorphism (T-RFLP) analysis of 16S rRNA genes / W. B. Nilsson, M. S. Strom // Dis Aquat Organ. — 2002. — Vol. 48(3). — P. 175—185. http://dx.doi.org/10.3354/dao048175
  31. Identification of fish-parasitic Myxobolus (Myxosporea) species using a combined PCR-RFLP method / E. Eszterbauer, M. Benko, A. Dán [et al.] // Dis Aquat Organ. — 2001. — Vol. 44(1). — P. 35—39. http://dx.doi.org/10.3354/dao044035
  32. Артамонова В. С. Генетические методы в лососеводстве и форелеводстве от традиционной селекции до нанобиотехнологий / В. С. Артамонова, А. А. Махров. — М. : Товарищество научных изданий КМК, 2015. — 128 с.
  33. Ransom D. G. Mapping zebrafish mutations by AFLP / D. G. Ransom, L. I. Zon // Methods Cell Biol. — 1999. — Vol. 60. — P. 195—211. http://dx.doi.org/10.1016/S0091-679X(08)61902-0
  34. Li T. The advancement of AFLP technology / T. Li // Sheng Wu Yong Cheng Xue Bao. — 2006. — Vol. 22(5). — P. 861—865.
  35. An improved protocol for the production of AFLP markers in complex genomes by means of capillary electrophoresis / R. Papa, M. Troggio, P. Ajmone-Marsan [et al] // J Anim Breed Genet. — 2005. — Vol. 122(1). — P. 62—68. http://dx.doi.org/10.1111/j.1439-0388.2004.00476.x
  36. Rapid identification of pathogenic bacteria by single-enzyme amplified fragment length polymorphism analysis // N. Velappan, J. L. Snodgrass, J. R. Hakovirta [et al.] // Diagn Microbiol Infect Dis. — 2001. — Vol. 39(2). — P. 77—83. http://dx.doi.org/10.1016/S0732-8893(00)00235-2
  37. Distribution and epidemiology of genotypes of the crayfish plague agent Aphanomyces astaci from noble crayfish Astacus astacus in Finland / S. Viljamaa-Dirks, S. Heinikainen, H. Torssonen [et al.] // Dis Aquat Organ. — 2013. — Vol. 103(3). — P. 199—208. http://dx.doi.org/10.3354/dao02575
  38. An improved isolation method for the cultivation of the crayfish plagues fungus, Aphanomyces astaci / B. Oidtmann, I. Schmid, D. Rogers [et al.] // Freshw Crayfish. — 1999. — Vol. 12. — P. 303—312.
  39. Lilley H. Characterization of Aphanomyces invadans by electrophoretic and Western blot analysis / H. Lilley, K. D. Thompson, A. Adams // Dis Aquat Org. — 1997. — Vol. 30. — P. 187—197. http://dx.doi.org/10.3354/dao030187
  40. Залоїло О. В. Основні аспекти використання RAPD методу в рибництві / О. В. Залоїло // Збірник наукових праць ПДАТУ. — 2012. — Вип. 20. — С. 83—85. — (Серія : Технологія виробництва і переробки продуктів тваринництва).
  41. Schena M. Genome analysis with gene expression microarrays / M. Schena // Bioеssays. — 1996. — Vol. 18(5). — P. 427—431. http://dx.doi.org/10.1002/bies.950180513
  42. Bumgarner R. DNA microarrays: Types, Applications and their future / R. Bumgarner // Curr. Prot. Mol. Biol. — 2013. — Jan; Chapter 22. — doi: 10.1002/0471142727.mb2201s101.http://dx.doi.org/10.1002/0471142727.mb2201s101 
  43. The National Center for Biotechnology Information. GenBank Overview [Електронний ресурс]. — Режим доступу: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank.
  44. Use of a cDNA microarray to study immunity against viral hemorrhagic septicemia (VHS) in Japanese flounder (Paralichthys olivaceus) following DNA vaccination / J. Y. Byon, T. Ohira, I. Hirono [et al.] // Fish Shellfish Immunol. — 2005. — Vol. 18(2). — P. 135—147. http://dx.doi.org/10.1016/j.fsi.2004.06.008
  45. Microarray analysis of gene expression in the bluecatfish liver reveals early activation of the MHC class I pathway after infection with Edwardsiella ictaluri / E. Peatman, J. Terhune, P. Baoprasertkul [et al.] // Mol. Immunol. — 2008. — Vol. 45(2). — P. 553—566. http://dx.doi.org/10.1016/j.molimm.2007.05.012
  46. Examination of the early infection stages of koi herpesvirus (KHV) in experimentally infected carp, Cyprinus carpio L. using in situ hybridization / S. J. Monaghan, K. D. Thompson, A. Adams [et al.] // J Fish Dis. — 2015. — Vol. 5. — P. 477—489. http://dx.doi.org/10.1111/jfd.12260
  47. Gupta A. Detection of micro RNAs in cultured cells and paraffin-embedded tissue specimens by in situ hybridization / A. Gupta, Y. Y. Mo // Methods Mol Biol. — 2011. — Vol. 676. — P. 73—83.
  48. Detection of stem cell factor mRNA expression in leukemic cells by in situreverse transcriptase-PCR / B. Wu, X. L. Liu, W. L. Xuan [et al.] // Di Yi Jun Yi Da Xue Xue Bao. — 2002. — Vol. 22(6). — P. 490—492.
  49. Mesothelin is overexpressed in the vast majority of ductal adenocarcinomas of the pancreas: identification of a new pancreatic cancer marker by serial analysis of gene expression (SAGE) / P. Argani, C. Iacobuzio-Donahue, B. Ryu [et al.] // Clin Cancer Res. — 2001. — Vol. 7(12). — P. 3862—3868.
  50. Crotwell P. L. Expression of bmp2a and bmp2b in late-stage zebrafish median fin development / P. L. Crotwell, A. R. Sommervold, P. M. Mabee // Gene Expr Patterns. — 2004. — Vol. 5(2). — P. 291—296. http://dx.doi.org/10.1016/j.modgep.2004.07.001
  51. Two-color fluorescent in situ hybridization using chromogenic substrates in zebrafish / J. A. Schumacher, E. J. Zhao, M. J. Kofron [et al.] // Biotechniques. — 2014. — Vol. 57(5). — P. 254—256.
  52. Loop-mediated isothermal amplification of DNA / T. Notomi, H. Okayama, H. Masubuchi [et al.] // Nucleic Acids Res. — 2000. — Vol. 28(12). — E63. http://dx.doi.org/10.1093/nar/28.12.e63
  53. Rapid detection of a fish iridovirus using loop-mediated isothermal amplification (LAMP) / C. M. Caipang, I. Haraguchi, T. Ohira [et al.] // J Virol Methods. — 2004. — Vol. 121(2). — P. 155—161. http://dx.doi.org/10.1016/j.jviromet.2004.06.011
  54. El-Matbouli M. Rapid diagnosis of Tetracapsuloides bryosalmonae, the causative agent of proliferative kidney disease (PKD) in salmonid fish by a novel DNA amplification method, loop-mediated isothermal amplification (LAMP) / M. El-Matbouli, H. Soliman // Parasitol Res. — 2005. — Vol. 96(5). — P. 277—284. http://dx.doi.org/10.1007/s00436-005-1361-3
  55. Capillary electrophoresis with lamp-based wavelength-resolved fluorescence detection for the probing of protein conformational changes / B. J. Kort, G. A. Kate, G. J. Jong. [et al.] // Anal Chem. — 2011. — Vol. 83(15). — P. 6060—6067. http://dx.doi.org/10.1021/ac201136y
  56. Selection of fluorescent DNA dyes for real-time LAMP with portable and simple optics / G. Seyrig, R. D. Stedtfeld, D. M. Tourlousse [et al.] // J Microbiol Methods. — 2015. — Vol. 119. — P. 223—227. http://dx.doi.org/10.1016/j.mimet.2015.11.004
  57. Li B. Adapting enzyme-free DNA circuits to the detection of loop-mediated isothermal amplification reactions / B. Li, X. Chen, A. D. Ellington // Anal Chem. — 2012. — Vol. 84(19). — P. 371—377. http://dx.doi.org/10.1021/ac301944v
  58. Ushikubo H. Principle of LAMP method – a simple and rapid gene amplification method / H. Ushikubo // Uirusu. — 2004. — Vol. 54(1). — P. 107—112. http://dx.doi.org/10.2222/jsv.54.107
  59. Индикация и идентификация некоторых особо опасных вирусов рыб методом ПЦР / Е. А. Завьялова, Н. Ю. Кандрина, Н. Ф. Ломакина [и др.] // Рыбоводство и рыбное хозяйство. — 2015. — № 3. — С. 21—25.