Ribogospod. nauka Ukr., 2014; 1(27): 52-67
DOI: https://doi.org/10.15407/fsu2014.01.052
УДК 575.15; 639.3.032

pdf35

МОЛЕКУЛЯРНО–ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МАРКЕРЫ И МЕТОДЫ ИХ ИДЕНТИФИКАЦИИ В СОВРЕМЕННОМ РЫБОВОДСТВЕ (ОБЗОР)

И. И. Грициняк, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев
О. В. Залоило, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев
И. А. Залоило, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Национальный университет биоресурсов и природопользования Украины, г. Киев
Н. А. Борисенко, Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра. , Институт рыбного хозяйства НААН, г. Киев

Цель. За последние годы в современном экспериментальном рыбоводстве широко используются молекулярно–генетические маркеры. В данное время эта методика представлена дифференцированными подходами с индивидуальными механизмами и четко очерченными возможностями. Многочисленные публикации о молекулярно–генетических маркерах в научной периодике преимущественно представляют собой сугубо практические данные. Таким образом, обобщение и анализ существующей информации об общих принципах действия и границах возможностей основных методов с использованием молекулярно–генетических маркеров является актуальной проблемой. В частности, такое описание позволит более эффективно планировать эксперимент и получать желаемые результаты с повышенной достоверностью.

Результаты. В работе рассмотрены основные типы вариабельных участков ДНК, которые могут быть использованы в качестве молекулярно–генетических маркеров при определении уровня гибридизации, проведении генетической инвентаризации популяции и исследовании других проблем современного рыбоводства. Также статья содержит обзор основных современных методов, которые используются для идентификации молекулярно–генетических маркеров.

Научная новизна. Данная работа является обобщением современных представлений о механизмах экспериментальной работы с использованием молекулярно–генетических маркеров. Информация представлена в форме последовательного изложения принципов и назначения каждого из методов, а также весомых достижений в рыбоводстве при их использовании.

Практическая значимость. Представленный обзор классических и современных литературных данных о молекулярно–генетических маркерах может быть использован при планировании, модернизации и коррекции схем опытов в современном рыбоводстве.

Ключевые слова: молекулярно–генетические маркеры, молекулярно–генетические методы, ПЦР, ДНК, микросателлиты.

ЛИТЕРАТУРА

1. Грициняк І. І. Актуальні завдання генетичних досліджень у рибному господарстві / І. І. Грициняк, С. І. Тарасюк // Проблеми розвитку морської та прісноводної аквакультури : матеріали семінару / Державний комітет рибного господарства України. — К., 2009. — С. 98—106.
2. Організація селекційно–племінної роботи в рибництві / [Гринжевський М. В., Шерман І. М., Грициняк І. І. та ін.]. — К. : Рибка моя, 2006. — 352 с.
3. Ilhan Altinok. Molecular Diagnosis Of Fish Diseases: A Review / Ilhan Altinok, Ilknur Kurt // Turkish Journal Of Fisheries And Aquatic Sciences. — 2004. — № 3. — Р. 131—138.
4. Avise J. Molecular markers, natural history and evolution / Avise J. — Champan & Hall. ITP International Thomson Pub. Comp. USA, 2003. — 511 р.
5. Fish scales and SNP chips: SNP genotyping and allele frequency estimation in individual and pooled DNA from historical samples of Atlantic salmon (Salmo salar) / Susan E. Johnston, Meri Lindqvist, Eero Niemelä [et al.] // BMC Genomics. — 2013. — Vol. 14. — P. 439—445.
6. Multiplex preamplification PCR and microsatellite validation enables accurate single nucleotide polymorphism genotyping of historical fish scales / M. J. Smith, C. E. Pascal, Z. Grauvogel [et al.] // Mol. Ecol. Resour. — 2011. — № 11. — Р. 268—277.
7. SNP discovery and allele frequency estimation by deep sequencing of reduced representation libraries / C. P. Van Tassell, T. P. Smith, L. K. Matukumalli [et al.] // Nat Methods. — 2008. — № 5. — Р. 247—252.
8. Highly cost–efficient genome–wide association studies using DNA pools and dense SNP arrays / S. Macgregor, Z. Zhao, A. Henders [et al.] // Nucleic Acids Res. — 2008. — № 36. — Р. 35—39.
9. Single–nucleotide polymorphism (SNP) discovery and applications of SNP genotyping in nonmodel organisms / J. Seeb, G. Carvalho, L. Hauser [et al.] // Mol. Ecol. Resour. — 2011. — № 11. — Р. 1—8.
10. Spatiotemporal SNP analysis reveals pronounced biocomplexity at the northern range margin of Atlantic cod Gadus morhua / N. Therkildsen, J. Hemmer–Hansen, R. Hedeholm [et al.] // Evol. Appl. — 2013. — № 6. — Р. 690—705.
11. Guo B. Pervasive indels and their evolutionary dynamics after the fish–specific genome duplication / B. Guo, M. Zou, A. Wagner // Mol. Biol. Evol. — 2012. — № 10. — Р. 3005—3012.
12. Heterozygous indels as useful tools in the reconstruction of DNA sequences and in the assessment of ploidy level and genomic constitution of hybrid organisms / Cаrla Sousana–Santos, Joana I. Robalo, Maria–Joa O Collares–Pereira [et al.] // DNA Sequence. — 2005. — Vol. 16, № 6. — Р. 462—467.
13. A sequence–based variation map of zebrafish / A. Patowary, R. Purkanti, M. Singh [et al.] // Zebrafish. — 2013. — Vol. 10, № 1. — P. 15—20.
14. Antagonistic roles of Dmrt1 and Foxl2 in sex differentiation via estrogen production in tilapia as demonstrated by TALENs / M. H. Li., H. H. Yang, M. R. Li [et al.] // Endocrinology. — 2013. — Dec., Vol. 154, № 12 : 48. — P. 14—25.
15. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers / D. Tautz. — Nucleic Acids Res. — 1989. — Vol. 17. — . 6463—6471.
16. Field D. Abundant microsatellite polymorphism in Saccharomyces cerevisiae, and the different distributions of microsatellites in eight prokaryotes and S. cerevisiae, result from strong mutation pressures and a variety of selective forces / D. Field, C. Wills // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. — 1998. — Vol. 95. — Р. 1647—1652.
17. A common language for physical mapping of the human genome / M. Olson, L. Hood, C. Cantor [et al.] // Sciences. — 1989. — Vol. 245, № 4925. — P. 1434—1435.
18. Use of ethnicity–specific sequence tag site markers for Y chromosome microdeletion studies / K. Sachdeva, R. Saxena, A. Majumdar [et al.] // Genet Test Mol Biomarkers. — 2011. — Vol. 15, № 6. — P. 451—459.
19. Mikrosatellite markers in common carp (Cyprinus carpio L.) / R. Сrooijmans, V. Bierbooms, J. Komen [et al.] // Animal Genetics. — 1997. — Vol. 28. — P. 129—134.
20. Michael O Connell. Microsatellite DNA in fishes / Michael O Connell, Jonathan M Wright // Reviews in Fish Biology and Fisheries. — 1997. — № 7. — Р. 331—363.
21. Zhang Xiao–Gu. Applications of microsatellite markers in studies of genetics and breeding of fish / Xiao–Gu Zhang, Jin–Gou Tong, Bang–Xi Xiong // Chinese Journal of Agricultural Biotechnology. — 2006. — № 3. — Р. 83—87.
22. Javier P. Development of a microsatellite genotyping tool for the fish Gilthead seabream (Sparus aurata): applicability in population genetics and pedigree analysis / P. Javier, M. Jose, B. Julia // Aquaculture Research. — 2010. — № 41. — Р. 1514—1522.
23. Isolation and characterization of microsatellite loci in the fish Coilia mystus (Clupeiformes: Engraulidae) using PCR–based isolation of microsatellite arrays / J. Yang, X. Zhou, D. Liu [et al.] / Genet. Mol. Res. — 2011. — Vol. 10, №3. — P. 1514—1517.
24. Chromosomal mapping of microsatellite repeats in the rock bream fish Oplegnathus fasciatus, with emphasis of their distribution in the neo–Y chromosome / Dongdong Xu, Bao Lou, Luiz Antonio Carlos Bertollo [et al.] // Molecular Cytogenetics. — 2013. — № 6. — Р. 1755—1766.
25. Ellegren H. Microsatellites: simple sequences with complex evolution / H. Ellegren // Nature Reviews Genetics. — 2004. — № 5. — P. 435—445.
26. Characterization of microsatelllite loci in silver carp (Hypophthalmichthys molitrix) and cross–amplification in other cyprinid species / A. A. Gheyas, M. Cairney, A. E. Gilmour [et al.] // Molecular Ecology Notes (Accepted). — 2006. — № 3. — Р. 455—461.
27. Mosaic small supernumerary marker chromosome 1 at amniocentesis: prenatal diagnosis, molecular genetic analysis and literature review / CP Chen, M. Chen, YN Su [et al.] // Gene. — 2013. — Vol. 15; 529, № 1. — P. 169—175.
28. Chromosome studies of European cyprinid fishes: cross–species painting reveals natural allotetraploid origin of a Carassius female with 206 chromosomes / M. Knytl, L. Kalous, R. Symonová [et al.] // Cytogenet Genome Res. — 2013. — Vol. 139, № 4. — P. 276—283.
29. Loss of eyes in zebrafish caused by mutation of chokh/rx3 / F. Loosli, W. Staub, K. Finger–Baier [et al.] // EMBO Rep. — 2003. — Vol. 4, № 9. ― Р. 894—899.
30. Hummel S. Ancient DNA typing: Methods, strategies and applications / Hummel S. — New York: Springer–Verlag, 2003. — 298 p. http://dx.doi.org/10.1007/978-3-662-05050-7 
31. Amplification of DNA markers from evolutionarily diverse genomes using single primers of simple–sequence repeats / M. Gupta, Y. S. Chyi, J. Romero–Severson [et al.] // Theoret. Appl. Genet. — 1994. — № 89. — P. 998—1006.
32. Comparison of FISH and quantitative RT–PCR for the diagnosis and follow–up of BCR–ABL–positive leukemias / F. Bao, R. Munker, C. Lowery [et al.] // Mol. Diagn. Ther. — 2007. — Vol. 11, № 4. — Р. 239—245.
33. Vergnaud G. Minisatellites: Mutability and Genome Architecture. / G. Vergnaud, F. Denoeud // Genome Research. — 2000. — № 10. — P. 899—907.
34. Allele–specific PCR in SNP genotyping / M. Gaudet, AG. Fara, I. Beritognolo [et al.] // Methods Mol. Biol. — 2009. — Р. 415—424.
35. Rare allele enrichment and detection by allele–specific PCR, competitive probe blocking, and melting analysis / Z. Luming, W. Ying, Carl T. Wittwer // BioTechniques. — 2011. — Vol. 50, № 5. — Р. 311—318.
36. Micro RNA–146 function in the innate immune transcriptome response of zebrafish embryos to Salmonella typhimurium infection / A. Ordas, Z. Kanwal, V. Lindenberg [et al.] // BMC Genomics. — 2013. — № 14. — P. 696—701.
37. SYBR, TaqMan, or both: highly sensitive, non–invasive detection of Cardicola blood fluke species in Southern Bluefin Tuna (Thunnus maccoyii) / M. Polinski, D. Hamilton, B. Nowak [et al.] // Mol. Biochem. Parasitol. — 2013. — Vol. 191, № 1. — Р. 7—15.
38. Balakrishnan L. Flap Endonuclease 1. / L. Balakrishnan, Robert A. Bambara // Annual Review of Biochemistry. — 2013. — № 82. — Р. 119—138.
39. Flap endonucleases pass 5′–flaps through a flexible arch using a disorder–thread–order mechanism to confer specificity for free 5′–ends / Nikesh Patel, John M. Atack, Jane A. Grasby // Oxford Journals Life Sciences Nucleic Acids Research. — 2013. — № 40. — P. 4507—4519.
40. Cloning and gene map assignment of the Xiphophorus DNA ligase 1 gene / R. Walter, R. Rolig, K. Kozak [et al.] / Mol. Biol. Evol. — 1993. — Vol. 10, № 6. — Р. 1227—1238.
41. Embryonic exposure to cis–bifenthrin enantioselectively induces the transcription of genes related to oxidative stress, apoptosis and immunotoxicity in zebrafish (Danio rerio) / Y. Jin, X. Pan, L. Cao [et al.] // Fish Shellfish Immunol. — 2013. — Vol. 34, № 2. — Р. 717—723.
42. Development of novel visual–plus quantitative analysis systems for studying DNA double–strand break repairs in zebrafish / J. Liu, L. Gong, C. Chang [et al.] // Genet. Genomics. — 2012. — Vol. 39, № 9. — Р. 489—502.
43. Identification of genes that promote or antagonize somatic homolog pairing using a high–throughput FISH–based screen / E. Joyce, B. Williams, T. Xie [et al.] // PLoS Genet. — 2012. — Vol. 8, № 5. — P. 567—574.
44. Brown B. Nuclear DNA. Population Genetics: Principles and Applications for Fisheries Scientists / B. Brown, J. Epifanio; ed. E. M. Hallerman ― Bethesda, Maryland, USA, Amer. Fish. Society. — 2003. — P. 101—126.
45. Male infertility and copy number variants (CNVs) in the dog: a two–pronged approach using Computer Assisted Sperm Analysis (CASA) and Fluorescent In Situ Hybridization (FISH) / D. Cassatella, N. Martino, L. Valentini [et al.] // BMC Genomics. — 2013. — Dec. 27; Vol. 14, № 1. — P. 921—926.
46. Introgressive hybridization as a promoter of genome reshuffling in natural homoploid fish hybrids (Cyprinidae, Leuciscinae) / C. S. Pereira, M. A. Aboim, P. Ráb [et al.] // Heredity (Edinb). — 2013. — № 4. — Р. 110—118.
47. Hybridisation, paternal leakage and mitochondrial DNA linearization in three anomalous fish (Scombridae) / J. A. Morgan, M. Macbeth, D. Broderick [et al.] // Mitochondrion. — 2013. — Vol. 13, № 6 — Р. 852—861.
48. Mapping nonrecombining regions in barley using multicolor FISH / M. Karafiаtovа, J. Bartos, D. Kopecky [et al.] // Chromosome Res. ― 2013. ― Vol. 21, № 8. ― Р. 739―751.
49. Ravindra Kumar. Characterization and physical mapping of 18S and 5S ribosomal genes in Indian major carps (Pisces, Cyprinidae) / K. Ravindra, B. Kushwaha, N. S. Nagpure // Micron. — 2013. — № 49. — Р. 40—45.
50. Gamble T. Identification of sex–specific molecular markers using restriction site associated DNA sequencing (RAD–seq) / T. Gamble, D. Zarkower // Mol. Ecol. Resour. — 2014. — № 10. — Р. 675—780.
51. Carbonari M. Correlation between terminal restriction fragments and flow–FISH measures in samples over wide range telomere lengths / M. Carbonari, T. Tedesco, M. Fiorilli // Cell Prolif. — 2014. — Vol. 47, № 1. — Р. 20—27.
52. Pericentromeric location of the telomeric DNA sequences on the European grayling chromosomes / K. Ocalewicz, G. Furgala–Selezniow, M. Szmyt [et al.] // Genetica. — 2013. — Vol. 141, № 10–12. — Р. 409—416.
53. Southern E. M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis / E. M. Southern // J. Mol. Biol. — 1975. — Vol. 98, № 3. — P. 503—517.
54. John M. Butler. Forensic DNA typing biology, technology, and genetics of STR markers / John M. Butler. — [Second edition]. — USA : Elsevier, 2005 — 345 p.
55. New perspectives on diastereoselective determination of hexabromocyclododecane traces in fish by ultra high performance liquid chromatography–high resolution orbitrap mass spectrometry / D. Zacs, J. Rjabova, V. Bartkevics [et al.] // J. Chromatogr. — 2014. — № 21. — Р. 1330—1339.
56. Asakawa M. Food poisonings by ingestion of cyprinid fish / M. Asakawa, T. Noguchi // Toxins (Basel). — 2014. — Vol. 6, № 2. — Р. 539—555.
57. Biliary PAH metabolites, EROD activity and DNA damage in dab (Limanda limanda) from Seine Estuary (France) / M. H. Devier, M. Le Du–Lacoste, F. Akcha [et al.] // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. — 2013. — Vol. 20, № 2. — Р. 708—722.
58. Insight into molecular pathways of retinal metabolism, associated with vitellogenesis in zebrafish / L. Levi, T. Ziv, A. Admon [et al.] // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. — 2012. — Vol. 302, № 6. — Р. 626—644.
59. Deep transcriptome sequencing of Pecten maximus hemocytes: A genomic resource for bivalve immunology / M. Pauletto, M. Milan, R. Moreira [et al.] // Fish Shellfish Immunol. — 2014. — Vol. 37, №1. — Р. 154—165.
60. De novo whole transcriptome analysis of the fish louse, Argulus siamensis: first molecular insights into characterization of Toll downstream signalling molecules of crustaceans / P. Sahoo, B. Kar, A. Mohapatra [et al.] // Exp. Parasitol. — 2013. — Vol. 135, № 3. — Р. 629—641.
61. The identification of microRNAs in the whitespotted bamboo shark (Chiloscyllium plagiosum) liver by Illumina sequencing / J. Zhang, Y. Liu, X. Zhang [et al.] // Gene. — 2013. — Vol. 527, № 1. — Р. 259—265.
62. Deep mRNA sequencing analysis to capture the transcriptome landscape of zebrafish embryos and larvae / H. Yang, Y. Zhou, J. Gu [et al.] // PLoS One. — 2013. — Vol. 8, № 5. — Р. 456—464.